2024, Vol. 45
2. 江苏大学应急管理学院, 镇江 212013
2. School of the Emergency Management, Jiangsu University, Zhenjiang 212013, China
沉水植物是湖泊生态系统的初级生产力, 在维持湖泊生态系统结构和功能等方面发挥着举足轻重的作用[1 ~ 5]. 沉水植物整个植株均位于水面以下, 为了适应各种水流以及获得充分的水下光照及营养物质, 形成了柔软的茎组织以及轻薄而狭长的叶片组织, 这些比表面积较大的茎叶组织为水体浮游细菌的附着提供重要的生物基质[1, 4, 6]. 与水体中存在的其它无生命自然基质（如悬浮颗粒、木块和鹅卵石等）相比, 沉水植物可通过光合作用和生理代谢活动及其分泌产物, 在一定程度上改变茎叶微界面的理化环境[7]并为微生物等附着提供适宜生境. 有研究发现, 沉水植物茎叶等体表往往会附着水体中的藻类、有机质、微生物、颗粒物和碎屑等各种物质, 形成厚度不等的附着层[7], 这将为氮循环等功能微生物提供重要的反应底物, 从而促进碳氮磷等物质循环过程的发生[4, 7]. 可以说, 沉水植物茎叶是继植物“根际圈”后水生态领域另一个重要的“微界面”, 在淡水水域发挥重要的生态功能[2, 3, 8]. 关于沉水植物茎叶附着微生物分布特征及其生态效应的研究成为水生态领域的研究热点之一.
尽管针对沉水植物附着微生物的研究已有大量报道, 但大部分研究集中在沉水植物物种差异以及不同生境差异对微生物附着的影响等方面[5, 9, 10]. 上覆水、沉积物以及沉水植物是水域生态系统的重要组成部分, 三者之间并非孤立存在, 而是通过紧密结合及相互作用从而驱动生态系统的物质循环和能量流动. 微生物群落是联系水体、沉积物以及沉水植物的桥梁之一[11]. 同一生境中植物茎叶附着细菌、水体浮游细菌以及沉积物细菌群落特性研究对于进一步了解水生态系统微生物的作用具有重要意义. 然而, 当前基于小尺度生境条件下, 沉水植物茎叶附着细菌与周围环境样品中微生物群落特征及其功能差异还缺乏研究. 因此, 本文以典型沉水植物菹草（Potamogeton crispus）为研究对象, 通过16S rRNA高通量测序技术并结合PICRUSt2和FAPOTAX功能预测, 从物种多样性、物种组成与结构和群落功能等方面入手, 对比分析菹草茎叶附着细菌及其植物所在水域水体中浮游细菌及沉积物细菌群落结构特征及其功能差异, 以期为阐明沉水植物茎叶附着微生物及所在水域环境的生态功能提供科学依据.
1 材料与方法 1.1 样品采集和原位监测菹草（Potamogeton crispus）为眼子菜科、眼子菜属, 多年生沉水植物, 叶条形而无柄. 菹草于秋末冬初发芽、冬春生长, 长江中下游地区3~4月为快速生长期, 5~6月逐渐开始衰亡腐烂. 菹草在水中可以吸收氮磷等元素, 有净化水体的作用, 是冬季净化水质的重要植物[3, 12 ~ 14].
2023年3月在江苏省扬中市某河道采集沉水植物菹草（P）、植物生长区域上覆水样（W）以及沉积物（S）共3种来源的样品（32°12′36″N, 119°50′24″E）. 采样中发现该河道沉水植物生长茂密, 长势良好, 菹草为优势物种（图 1）.
|
图 1 采样点示意、采样点水域生长的菹草叶片及扫描电镜图 Fig. 1 Schematic of sampling sites, photo of Potamogeton crispus growing in water area, and SEM photographs of the surface of their leaves |
采样时, 首先在无扰动条件下采集菹草生长区域水面下约0.5 m处水样, 置于预先清洗干净的聚乙烯瓶中；同步原位测定菹草群丛中水体溶解氧（DO）和温度（哈希：HQ30d）、pH（雷磁pH计：HI98128）等指标；随后用钉耙采集菹草样品置于无菌密封袋中；沉积物样品通过铁锹采集后置于无菌密封袋；采集示意见图 1. 本研究在该河道共采集6个点位（每个点位间隔3~5 m）, 计为6次重复. 所采样品迅速带回实验室后于24 h之内完成预处理及部分指标测定.
1.2 水样预处理和指标测定5 L水样分别通过0.5 μm和0.2 μm聚碳酸酯膜抽滤, 后将滤膜置于灭菌离心管中于-25℃保存, 用于水体浮游细菌测定. 剩余水样用于水体总氮（TN）、总磷（TP）、铵态氮（NH4+-N）、硝态氮（NO3--N）以及化学需氧量（COD）的测定[15].
1.3 沉积物样品预处理和指标测定新鲜采集的沉积物随机取一部分于-25 ℃条件下保存, 用于沉积物硝态氮（NO3--N）和微生物的测定. 剩余沉积物经自然风干后研磨过100目筛, 4 ℃保存, 用于沉积物其它理化指标测定. 沉积物pH通过雷磁pH计测定（水土比10∶1, 充分混匀, 静置30 min后测定）；沉积物总氮（TN）和总碳（TC）通过元素分析仪（Vario EL cube）测定；沉积物铵态氮（NH4+-N）、硝态氮（NO3--N）、有机质（OM）和总磷（TP）分别采用2 mol·L-1 KCl浸提-蒸馏法、酚二磺酸比色法、重铬酸钾法和HClO4-H2SO4法测定[16].
1.4 植物样品预处理和测定（1）植物体表附着生物膜理化指标测定 2.0 g植物样品置于聚氯乙烯瓶中, 加入200 mL去离子水, 超声10 min后以225 r·min-1 振荡2 h, 再超声10 min, 过100目筛网, 洗脱液用于植物茎叶附着生物膜TN和TP含量的测定.
（2）扫描电镜（SEM）分析 随机从所采植物样品中选择3~6个叶片, 并分别切成大约0.5 cm×0.5 cm的正方形, 随后参考张松贺等[17]方法, 对叶片进行梯度脱水以及喷金处理后, 通过扫描电子显微镜（日立, Regulus-8100）分析菹草叶片表面附着生物膜特征.
（3）菹草体表附着生物膜微生物分析 所采菹草样品随机取5.0 g置于清洗好的聚氯乙烯瓶中, 加入约50 mL PBS缓冲液（biosharp XG3650）, 超声10 min之后以225 r·min-1 振荡2 h, 而后继续超声10 min, 弃去植物, 洗脱液经0.2 μm聚碳酸酯膜过滤, 滤膜置于灭菌离心管中-25 ℃保存, 用于植物体表附着生物膜微生物的测定.
1.5 细菌测定使用FastDNATM SPIN Kit for soil（MP Biomedicals, CA, U.S.）提取沉积物及预处理所获得滤膜上的DNA. 用1%琼脂糖凝胶检测DNA提取物, 用NanoDrop 2000紫外分光光度计（Thermo Scientific, Wilmington, USA）测定DNA浓度和纯度. 通过正向引物338F（5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3'）和反向引物806 R（5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3'）对细菌16S的V3~V4区进行PCR扩增[18]. 扩增后的PCR产物用2%琼脂糖凝胶电泳检测, 随后委托上海美吉生物医药科技有限公司（Illumina MiSeq PE300平台, 美国）完成高通量测序.
1.6 数据分析原始测序序列经质控、过滤、拼接, 通过UPARSE软件（http://drive5.com/uparse/）序列进行聚类, 得到97%相似水平下的操作分类单元（OTU）. 按最小样本序列数将各样品抽平处理后共得到10 320个OTUs. 各样品中Coverage指数均 > 0.97. 经RDP classifier（http://rdp.cme.msu.edu/）物种分类注释, 获得不同样品OTUs的物种分类信息. 基于上述OTUs信息, 计算获得细菌群落Alpha多样性指数（Shannon、Simpson、ACE以及Chao）. 基于韦恩图（Venn）、Circos图和柱形图研究各样品细菌物种组成和相对丰度变化. 基于层级聚类（hierarchical clustering）和主坐标分析（principal co-ordinates analysis, PCoA）比较细菌群落组成的相似性或差异性, 并通过相似性分析（analysis of similarities, ANOSIM）以及PERMANOVA分析（permutational multivariate analysis of variance）对群落结构差异显著性进行统计学检验. 通过冗余分析（redundancy analysis, RDA）和Spearman相关性聚类热图等对细菌群落及物种组成与环境因子间进行统计分析. 通过PICRUSt2对细菌群落功能组成的预测[2, 19], 通过FAPROTAX数据库预测细菌群落的物质循环功能[3, 4]. 细菌Alpha多样性指数、物种组成及功能预测结果通过Kruskal-Wallis秩和检验（3组）或Wilcoxon秩和检验（2组）进行显著性差异分析. 以上与微生物相关的分析通过美吉生物云平台在线完成（http://cloud.majorbio.com）. 其它数据（平均值±标准差）通过Microsoft Office Excel（版本16.80）完成. P < 0.05和P < 0.01分别表示差异显著和极显著水平.
2 结果与讨论 2.1 菹草生长水域上覆水及沉积物理化参数菹草生长水域水体pH以及温度平均值分别为8.32和17.35℃, 水体ρ（DO）大于6.0 mg·L-1, 呈现好氧状态；水体ρ（TN）、ρ（NH4+-N）和ρ（NO3--N）介于3.47~3.69、2.14~3.65和0.95~0.99 mg·L-1之间；水体ρ（TP）和ρ（COD）平均值分别为0.06 mg·L-1和32.35 mg·L-1. 沉积物pH介于7.53~7.78之间, ω（TN）、ω（TC）和ω（TP）分别为2.33、29.53和1.24 g·kg-1, 沉积物ω（NH4+-N）和ω（NO3--N）在0.21~2.07 mg·kg-1和9.74~19.98·kg-1之间波动, 有机质质量分数则介于0.23%~0.37%. 统计分析结果表明, 上覆水及沉积物各理化参数在各采样点无显著差异（P > 0.05）, 表明菹草生长水域环境参数变幅较小.
2.2 菹草茎叶附着生物膜特征分析沉水植物整个植株均生长于水面以下, 其茎叶等组织被认为是水体污染物附着及营养元素迁移转换的关键区域之一[2, 20]. 沉水植物茎叶表面附着物中包含了氮、磷、铁等多种元素[21], 将为附着微生物群落提供丰富的营养物质[2, 20], 具有重要的生态学意义[22]. 本研究发现菹草茎叶附着生物膜中ω（TN）和ω（TP）平均值分别为0.67 g·kg-1和0.16 g·kg-1, 介于0.40~0.98 g·kg-1和0.05~0.51 g·kg-1之间. 董彬调查发现[22], 菹草叶片附着物ω（TN）和ω（TP）平均值为2.43 g·kg-1和0.15 g·kg-1, 苦草和马来眼子菜叶片附着物ω（TN）平均值分别为2.65 g·kg-1和7.01 g·kg-1, ω（TP）平均值分别为0.32 g·kg-1和0.39 g·kg-1, 以上3种沉水植物叶片附着TN含量大于本文研究结果, TP含量与本次调查的菹草茎叶相近. 沉水植物茎叶附着物中营养元素全部或者主要来源于水体, 附着物元素含量的差异受植物所处生境水环境因子和植物生长状况的双重影响[20].
SEM结果可知[图 1（c）], 成熟期的菹草叶片表面附着生物膜特征明显, 可观察到藻类、球菌和杆菌等, 证实了沉水植物叶片附着生物膜是由藻类、微生物、原生动物、有机及无机碎屑等各种生物及非生物物质所形成的聚集体. 张松贺等[23]在同一河流发现4种水生植物金鱼藻、萍蓬草、菱角以及伊乐藻叶片附着微生物有显著的差异, 这与叶片结构等密切相关, 即叶片比表面积越大且形状结构越复杂, 越能为微生物的附着提供固着面积[5, 21].
2.3 细菌群落Alpha多样性高丰富性和多样性的细菌群落是碳氮磷等营养元素生物地球化学循环、污染物形态转化与生物降解的前提, 在维持生态系统结构与功能方面发挥着重要作用[24, 25]. 本研究选用ACE、Chao、Simpson和Shannon指数反映同一生境中不同来源样品的细菌群落多样性. ACE指数和Chao指数一般被用于衡量物种的丰富度, Shannon指数和Simpson指数则用于估算物种的多样性[24, 26, 27]. ACE、Chao和Shannon指数值越高, 表明丰富度或多样性越高；而Simpson指数则恰好相反, 其值越小物种间的差异性越大, 物种的多样性越高. 本研究对菹草茎叶附着细菌、水体浮游细菌及沉积物中细菌群落Alpha多样性指数进行对比后发现（图 2）, ACE、Chao和Shannon指数大小顺序表现为：沉积物 > 植物 > 水, 表明所采沉积物中细菌群落丰富度以及多样性均最高, 其次为植物茎叶附着细菌, 植物所在水域中浮游细菌Alpha多样性指数则最低. Kruskal-Wallis检验结果证实了3种来源样品细菌群落Alpha多样性指数间的显著差异（P < 0.001）, 表明即使在同一生境中, 不同来源的样品细菌多样性和丰富度也可能存在较大差异, 这与先前的研究结果一致[5, 23, 25, 28, 29]. 昂正强等[5]发现水体中浮游细菌群落OTUs丰度和系统发育指数多样性显著低于沉水植物（苦草、穗状狐尾藻、微齿眼子菜和黑藻）叶片附着细菌群落（P < 0.05）.
|
**表示P < 0.01, ***表示P < 0.001 图 2 菹草茎叶附着细菌与周围水体及沉积物中细菌群落Alpha多样性指数 Fig. 2 Alpha diversity index of bacteria that attach to the stems and leaves of Potamogeton crispus and those in the overlying water and sediment |
浮游细菌以及附着在基质表面的附着细菌是上覆水体细菌的主要存在方式[30]. 有研究认为, 水体浮游细菌是沉水植物茎叶附着细菌的主要种子库[31]. Lu等[32]调查发现, 水环境中的浮游细菌对附着细菌群落的贡献率达65.79%, 二者存在密切关联. 与水体浮游细菌群落相比, 茎叶附着细菌群落表现出较高的Alpha多样性, 原因可能有以下3点：①植物茎叶可为细菌提供良好的基质从而支持更丰富的细菌类群附着[25], 如He等[33]认为沉水植物通过不同叶片上复杂的物理或生化特性来选择宿主特异性的细菌群落；②沉水植物通过分泌化感物质或光合产物等选择特异性的细菌群落加以附着[4, 34]. 柳晓东等[28]报告水生植物通过光合作用在茎叶界面形成富氧环境, 从而富集部分对有机物及无机氮具有较强代谢能力的微生物类群；③植物茎叶附着物中所含碳氮磷元素为附着细菌提供了丰富的营养物质, 以供更多的细菌存活[21]. 综合以上3点, 可证实良好生长的沉水植物茎叶可为水体中的浮游细菌提供良好的附着基质并通过自身生理活动等改变微生境, 从而促使浮游细菌在其表面附着与定居, 最终影响了细菌多样性和丰富度.
沉积物被认为是附生细菌的另一重要来源[35], 主要通过沉积物再悬浮等方式提供细菌源[11]. 本研究发现菹草茎叶附着细菌群落ACE、Chao和Shannon指数显著小于沉积物（P < 0.05）. Liu等[35]发现沉水植物狐尾藻附着细菌Shannon指数和OTUs数量均显著低于沉积物样品. 贺赟等[25]同样发现沉水植物附着生物膜中细菌群落丰富度和多样性显著低于周围生境中土壤和底泥样品. 相比于附生生物膜而言, 沉积物所含的更高的营养元素以及复杂的化学特性, 将为细菌提供更为适宜的生态位[21], 促使更丰富的细菌生长发育及新陈代谢[29]. 本研究所采沉积物样品的ω（TN）和ω（TP）平均值分别为2.33 g·kg-1和1.24 g·kg-1, 远高于菹草茎叶附着生物膜ω（TN）和ω（TP）平均值（0.67 g·kg-1和0.16 g·kg-1）. 此外, Perkins等[36]和Sun等[37]认为, 沉积物具有更为稳定的内环境, 可保护细菌免受阳光和被捕食等外界胁迫影响, 促使了沉积物中存在更为多样和丰富的微生物物种. 在一定的条件下, 沉积物中的细菌可向植物根、茎和叶表面发生迁移[6, 38], 迁移过程则与沉水植物的生长发育及其水动力、水环境参数等密切相关.
2.4 细菌群落Beta多样性差异分析微生物Beta多样性主要揭示微生物群落结构相似性或差异性, 往往通过层级聚类以及主坐标分析（PCoA）等进行可视化分析, 并通过ANOSIM分析以及PERMANOVA分析对群落结构的差异显著性进行统计学检验. 由图 3（a）知, 水体、沉积物以及菹草茎叶3种不同来源样品中细菌群落均各自聚集成一组, 表明相同来源样品的细菌群落结构相似度较高. PCoA分析结果[图 3（b）] 证实了同样的结果, 其对细菌群落结构变异累计解释度为78.59%, 在第一、第二排序轴上可将同一来源样品细菌群落结构聚集起来, 而3种不同来源样品则被显著区分成3个区域（ANOSIM, P < 0.01）. PERMANOVA进一步验证了沉积物、菹草茎叶附着细菌和上覆水样中的浮游细菌群落结构的显著性差异（P < 0.01）. 细菌群落结构的差异意味着同一生境条件下不同来源样品中可以支持更多种类的物种生存[11].
|
S沉积物, B植物茎叶附着生物膜, W上覆水 图 3 菹草茎叶附着细菌与周围水体及沉积物中细菌群落结构差异分析 Fig. 3 Community structure differences between bacteria attached to stems and leaves of Potamogeton crispus and bacteria in the overlying water and sediment |
3种来源样品共检测到OTUs 10 320个, 包含细菌64门、189纲、448目、721科和1 366属. 其中, 沉积物样品中共检测到OTUs共计8 152个（细菌63门、184纲、421目、660科和1 179属）；菹草叶片附着细菌OTUs数量为3 726个（细菌40门、118纲、282目、470科和928属）, 而水样中OTUs数量最小, 仅为1 672个（细菌34门、91纲、214目、328科和568属）.
基于韦恩图[图 4（a）], 对沉积物、植物附着物以及水体样品中共有和独有细菌进行分析, 结果发现, 3种类型样品中共有的细菌OTUs为785个, 占OTUs总数的7.61%, 意味着仅有7.61%的细菌同时存在于上覆水、沉积物以及植物体表附着生物膜中, 而92.39%细菌在上述3种来源样品中的交换或移动有限, 其群落结构及物种组成存在较大分异. 进一步分析后发现, 水体和沉积物中共有的细菌OTUs数量为137个, 仅占总OTUs的1.33%；沉积物与植物茎叶样品中共有OTUs为1 217（占总OTUs的11.79%）, 高于水样与植物茎叶样品共有OTUs数（306, 2.97%）, 表明本次调查的菹草茎叶附着生物膜中细菌可能与沉积物具有更好的关联性. 此外, 沉积物、菹草茎叶和水体样品中独有的OTUs数量分别为6 013、1 418和444, 分别占总OTUs的58.27%、13.74%和4.30%, 独有的OTUs反映了不同来源样品中细菌群落组成的差异性, 此结果与Alpha多样性指数结果相呼应, 即沉积物中的细菌群落多样性最高, 物种组成最丰富；而上覆水浮游细菌物种组成最少；植物体表附着生物膜细菌多样性及物种组成介于水及沉积物之间.
|
1. Patescibacteria, 2. Acidobacteriota, 3. Verrucomicrobiota, 4. Desulfobacterota, 5. Firmicutes, 6. Chloroflexi, 7. Bacteroidota, 8. Cyanobacteria, 9. Actinobacteriota, 10. Proteobacteria, 11. others 图 4 细菌群落Venn图及Circos图 Fig. 4 Venn diagram and Circos diagram of bacterial communities |
门水平上, 将相对丰度值> 1%定义为优势菌群, 相对丰度值< 0.1%定义为偶见菌群, 其余则定义为非优势菌群[11]. 基于此, 菹草茎叶体表附着生物膜细菌群落相对丰度超过1%的优势门共有7个, 包含变形菌门（Proteobacteria, 44.06%）、蓝藻门（Cyanobacteria, 21.61%）、放线菌门（Actinobacteriota, 20.12%）、厚壁菌门（Firmicutes, 5.42%）、拟杆菌门（Bacteroidota, 2.72%）、疣微菌门（Verrucomicrobiota, 2.59%）以及绿弯菌门（Chloroflexi, 1.05%）[图 4（b）]；沉积物样品中共有12个优势菌门相对丰度超过1%, 且前5个优势门分别为变形菌门（37.10%）、绿弯菌门（13.20%）、脱硫杆菌门（Desulfobacterota, 8.32%）、放线菌门（8.08%）以及杆菌门（5.94%）[图 4（b）]. 水体浮游细菌群落相对丰度超过1%的优势门为5个, 少于其它两种来源样品, 优势菌门主要为变形菌门（61.10%）、放线菌门（24.97%）、拟杆菌门（9.58%）、疣微菌门（1.50%）以及蓝藻门（1.35%）[图 4（b）]. Kruskal-Wallis秩和检验结果表明, 64个门中共有52个细菌门在水体、植物茎叶和沉积物中的相对丰度存在显著差异（P < 0.05）. 变形菌门、放线菌门和拟杆菌门是3种来源样品中共有的优势菌, 在植物茎叶样品中相对丰度分别占44.06%、20.12%和2.72%；在上覆水中相对丰度分别为61.1%、24.97%和9.58%, 沉积物中则分别占37.1%、8.07%和5.94%. 但绿弯菌门以及脱硫杆菌门在沉积物中所占比例分别为13.20%和8.32%, 远高于这2个门在植物（1.05%和0.06%）以及水体样品（0.10%和0.02%）中所占比例. 大量的研究已证实变形菌门等是水环境中相对丰度较高的优势菌群[24, 25]. 张松贺等[17, 23]发现, 植物附着物中相对丰度较高的是变形菌门、厚壁菌门和绿弯菌门等优势菌门. 柳晓东等[28]同样发现变形菌门、厚壁菌门和杆菌门在植物叶际样品中具有较高丰度. 变形菌为革兰氏阴性菌, 大多数变形菌门细菌为厌氧异养细菌, 能够以有机物为底物获取营养物质, 降解复杂有机大分子, 产生氨气和甲烷等气体, 对淡水生态系统氮循环, 尤其是反硝化过程产生重要影响[1]. 变形菌门分为α-变形菌纲（α-Proteobacteria）、β-变形菌纲（β-Proteobacteria）、γ-变形菌纲（γ-Proteobacteria）和δ-变形菌纲（δ-Proteobacteria）[28]. 其中, α-变形菌纲和β-变形菌纲包括了能与植物共生的固氮细菌[39 ~ 41], δ-变形菌纲则包含了以其它细菌为食的细菌, 对氮、磷、硫和有机质循环有重要作用[42]. α-变形菌、β-变形菌和γ-变形菌纲是沉水植物叶面附着生物膜上的主要细菌纲[17]. 本研究发现, 菹草茎叶中均检测到α-变形菌纲（32.28%）、γ-变形菌纲（11.77%）, 且α-变形菌纲的相对丰度高于沉积物（4.93%）和水体（9.53%）, 而γ-变形菌纲的相对丰度低于沉积物（32.15%）和水体（51.50%）. 更高的α-变形菌纲附着在植物茎叶表面, 意味着菹草在氮循环中发挥着重要作用；水体中含量较高的γ-变形杆菌可能与生活污水未经处理排入该河流有关, 原因是γ-变形杆菌含有肠道细菌以及一些病原体[11].
目水平上[图 5（a）], 448个细菌目中共有68.97%细菌目（309个）相对丰度在3种样品之间存在显著性差异（P < 0.05）. 如, 红杆菌目（Rhodobacterales）、叶绿体（Chloroplast）、根瘤菌目（Rhizobiales）、鞘氨醇单胞菌目（Sphingomonadales）、棒状杆菌目（Corynebacteriales）以及动孢菌目（Kineosporiales）等在菹草茎叶样品中相对丰度远高于水及沉积物样品；属水平上[图 5（b）], 3种来源样品共有58.27%的优势物种存在显著差异（P < 0.05）. 如红杆菌属（Rhodobacteraceae）在植物附着物中的相对丰度为2.12%, 远高于水体（0.89%）和沉积物样品（0.20%）, 这些差异显著的细菌属在反硝化等氮循环过程中发挥着重要作用[24]. 以上结果证实了生长于水面下的沉水植物, 其茎叶等巨大的表面积可为淡水生境中的浮游细菌定植提供条件, 促使细菌物种组成有所变化, 从而形成独一无二的植物茎叶附着微界面.
|
（a）目水平, （b）属水平 图 5 排名前20的目和属水平细菌群落组成 Fig. 5 Top 20 orders and genera in the bacterial community |
植物茎叶、水体以及沉积物细菌群落结构以及多样性差异可能对细菌群落代谢功能产生影响, 进而影响营养元素物质循环功能. 当前, PICRUSt2和FAPROTAX被广泛应用于各种环境微生物的功能预测[4, 25, 29]. PICRUSt2主要用来预测环境样本中微生物群落的潜在功能特征[2, 19]. FAPROTAX则主要用于环境样本中细菌群落的生物地球化学循环等生态功能的预测[3, 4].
本文基于PICRUSt2功能的预测结果如表 1和图 6（a）所示. 3种来源样品检测到新陈代谢（metabolism）、遗传信息处理（genetic information processing）、环境信息处理（environmental information processing）、细胞过程（cellular processes）、人类疾病（human diseases）以及有机系统（organismal systems）6类生物一级代谢通路, 其中新陈代谢通路相对丰度最高, 3种来源样品部分一级代谢通路中存在显著差异（P < 0.05, 表 1）. 46个二级代谢途径中, 相对丰度较高的有全局图和概述图谱（Global and overview maps）、碳水化合物代谢（carbohydrate metabolism）、能量代谢（energy metabolism）、氨基酸代谢（amino acid metabolism）、辅助因子和维生素代谢（metabolism of cofactors and vitamins）、异种生物降解和代谢（xenobiotics biodegradation and metabolism）, 以及跨膜运输（membrane transport）、复制和修复（replication and repair）和信号传导（signal transduction）等, 且部分代谢通路在3种不同来源样品中存在显著差异[P < 0.05, 图 6（b）]. 较高的碳水化合物代谢等表明在菹草生长生境中, 植物茎叶以及水体或沉积物等环境中的微生物群落均保持着较高的代谢活性, 有较强的碳水化合物和氨基酸代谢能力[43], 其相对丰度受环境因子中营养元素含量的较大影响[44]. 3种样品中细菌群落的翻译、复制和修复的基因相对丰度也较高, 说明细菌仍然在快速增殖[45].此外, 较高的膜转运相关的基因表明环境中参与蛋白转运的基因得到了富集, 膜转运蛋白能够调节细菌的一些不良变化, 同时为环境风险评估提供了有用信息[19].
|
表 1 细菌群落KEGG代谢通路相对丰度及Wilcoxon秩和检验1） Table 1 Relative abundance of KEGG metabolic pathways and the Wilcoxon rank sum test |
|
*表示P < 0.05, **表示P < 0.01, ***表示P < 0.001 图 6 3种来源样品中细菌功能类群差异性 Fig. 6 Differences in functional groups of bacteria in the three source samples |
通过FAPOTAX对菹草生长水域中茎叶和水体以及沉积物细菌代谢及生态功能进行注释, 共得到67种细菌群落功能类型. 经Kruskal-Wallis检验发现, 3种样品中共有56个功能类型存在显著差异（P < 0.05）. 菹草茎叶附着细菌相对丰度较高的为化能异养型（chemoherotrophy, 23.69%）、需氧化能异养型（aerobic chemoheterotrophy, 19.45%）、叶绿体（chloroplasts, 13.28%）、光能营养型（phototrophy, 7.72%）、光能自养型（photoautotrophy, 4.28%）、蓝藻（cyanobacteria, 4.28%）、产氧的光能自养型（oxygenic photoautotrophy, 4.28%）和光能异养型（photoheterotrophy, 3.44%）, 以上功能类型相对丰度均高于沉积物. 针对氮代谢功能类型的进一步分析发现, 相比于水体浮游细菌和茎叶附着细菌而言, 沉积物样品中具有更高的硝酸盐还原（nitrate reduction）、氮呼吸（nitrogen respiration）和硝酸呼吸（nitrate respiration）功能, 这可能与沉积物中的氮源较多有关.此外, 沉积物中厌氧环境更有利于只能在无氧或微氧条件下进行相关反应的硝酸盐呼吸菌和一些厌氧硝酸盐还原菌生长.
PICRUSt2以及FAPOTAX功能初步预测结果证实, 同一生境条件下, 由于样品来源的差异, 细菌群落功能将发生变化, 淡水水域中的生长良好的沉水植物在促进碳氮磷元素的生物地球化学循环过程中发挥着重要作用. 但由于PICRUSt2以及FAPOTAX等方法对细菌群落功能预测具有一定的局限性, 后续将结合宏基因组分析进一步深入研究同一生境下3种样品细菌群落生态功能的异同.
2.7 细菌群落的影响因素分析细菌群落能敏感地响应所在生境的环境变化[24]. 现有研究证实了浮游细菌、植物茎叶附着细菌以及沉积物群落的显著差异受周围环境因子的直接或间接影响[5, 25]. 张梅婷等[4]调查发现浮游细菌群落结构受水体DO、无机碳（IC）、TP、NH4+-N和TOC等显著影响. 王敏等[24]调查发现水体氮磷营养盐（TN、TP和NH4+-N）显著影响了西安市4个景观湖泊水体浮游细菌的群落. 然而, 本研究基于Mantel分析结果发现（OTUs水平）, 沉积物理化指标（Mantel r statistic：-0.280 01, P-value：0.351）和水质指标（Mantel r statistic：-0.021 95, P-value：0.995）对沉积物细菌以及水体浮游细菌群落结构的影响均不显著, 主要原因在于本研究所采6个点位位于同一河流中且距离较近, 上覆水以及沉积物理化参数间无显著性差异（P > 0.05）, 表明采样区域生境较为稳定. 对于河流水体而言, 季节性径流和温度变化可能是驱动浮游细菌多样性变化的主要因子[46]. 因此, 后续将从更长时间尺度上进一步深入研究环境参数与细菌群落间的相互作用关系.
此外, 张梅婷等[4]调查发现水体理化因子对浮游细菌群落的影响大于对附生细菌群落的影响. 本研究基于RDA的分析结果发现, 无论是上覆水、沉积物或菹草茎叶附着物理化参数对菹草附着细菌群落结构均无显著影响（P > 0.05）；Spearman相关性聚类热图显示（图 7）, 浮霉菌门（Planctomycetota）和未分类的细菌门与水体TP和沉积物pH间有相关性. 而菹草茎叶附着Planctomycetota门和未分类的细菌门（p_unclassified_ Bacteria）相对丰度分别为0.09%和0.293%, 仅为偶见菌群和非优势菌群, 意味着本次调查中菹草生长区域环境参数对其茎叶体表附着细菌优势菌群并没有显著影响, 这与浮游细菌和沉积物与环境因子间的测定结果相一致. 相比于浮游细菌, 植物茎叶附着细菌受以下因素的综合影响：①生长水域水环境参数的直接影响[5]；②环境参数的变化影响了沉水植物茎叶形态结构的变化, 进而对其附着细菌群落产生影响[47]；③植物茎叶生理代谢所导致的分泌物成分及含量的变化[48]. 后两个因素均与植物自身种类和生长阶段等相关, 而植物所在水环境对附着细菌群落的影响被认为大于植物种类[49, 50], 沉水植物茎叶附着细菌群落多样性与群落结构的影响因素多样且复杂. 植物茎叶附着微生物群落差异的驱动因子及其驱动机制仍需要做大量深入的研究.
|
1.上覆水-NO3--N, 2.沉积物-NH4+-N, 3.上覆水-TP, 4.沉积物-pH, 5.上覆水-pH, 6.沉积物-TN, 7.沉积物-TP, 8.沉积物-有机质, 9.上覆水-NH4+-N, 10.沉积物-NO3--N, 11.植物-TP, 12.上覆水-TN, 13.植物-TN；*表示P < 0.05 图 7 细菌群落与环境参数间Spearman's相关性热图 Fig. 7 Spearman's correlation heatmap between the dominant bacterial community and the physicochemical parameters |
（1）同一生境条件下, 旺盛生长的菹草茎叶附着细菌、上覆水浮游细菌群落以及沉积物细菌群落多样性和结构差异显著. 沉积物细菌物种组成及多样性最丰富, 其次为菹草茎叶附着细菌, 上覆水中浮游细菌群落组成及物种丰富度以及多样性均最低.
（2）菹草茎叶及沉积物、上覆水样品分别检测到细菌40门、63门和34门, 相对丰度 > 1%优势菌门共有7个、12个和5个, 变形菌门、放线菌门和拟杆菌门是3种样品中共有的优势菌, 而厚壁菌门则是植物茎叶样品特有优势细菌类群. 相比于环境样品（水和沉积物）, 更高的α-变形菌纲以及一些优势属附着在植物茎叶表面, 证实了生长于水面下的沉水植物, 其茎叶等巨大的比表面积可为淡水生境中的浮游细菌定植提供条件, 促使细菌物种组成有所变化, 从而形成独一无二的植物茎叶附着微界面.
（3）PICRUSt2功能预测结果发现, 6个一级代谢通路以及碳水化合物代谢、能量代谢、氨基酸代谢、辅因子和维生素代谢等二级代谢通路在3种来源样品中存在差异；FAPOTAX预测结果发现3种来源样品中共有56个功能类型存在显著差异（P < 0.05）. 菹草茎叶附着细菌化能异养型和需氧化能异养等功能类型相对丰度均高于水和沉积物样品. 沉积物样品中具有更高的硝酸盐还原、氮呼吸和硝酸呼吸功能, 这可能与沉积物中的氮源较多有关.
（4）总体上, 本次调查的生境中沉积物中细菌、植物茎叶附着细菌以及水体浮游细菌群落复杂而独特, 呈现显著的功能化差异.
| [1] | Chen H Z, Zhang S H, Lv X, et al. Interactions between suspended sediments and submerged macrophytes-epiphytic biofilms under water flow in shallow lakes[J]. Water Research, 2022, 222. DOI:10.1016/j.watres.2022.118911 |
| [2] | Yu W C, Li J H, Ma X W, et al. Community structure and function of epiphytic bacteria attached to three submerged macrophytes[J]. Science of the Total Environment, 2022, 835. DOI:10.1016/j.scitotenv.2022.155546 |
| [3] | Guo S Z, Zhang S H, Wang S P, et al. Potamogeton crispus restoration increased the epiphytic microbial diversity and improved water quality in a micro-polluted urban river[J]. Environmental Pollution, 2023, 326. DOI:10.1016/j.envpol.2023.121485 |
| [4] |
张梅婷, 刘晋仙, 苏嘉贺, 等. 苦草叶表附生和水体浮游细菌群落多样性格局及其影响因素[J]. 环境科学, 2023, 44(1): 252-261. Zhang M T, Liu J X, Su J H, et al. Diversity patterns and influencing factors of epibiotic in Vallisneria natans and planktonic bacteria communities[J]. Environmental Science, 2023, 44(1): 252-261. |
| [5] |
昂正强, 孙晓健, 曹新益, 等. 不同沉水植物叶片附着细菌群落多样性及网络结构差异[J]. 湖泊科学, 2022, 34(4): 1234-1249. Ang Z Q, Sun X J, Cao X Y, et al. Diversity and network structure of epiphytic bacterial communities on different submerged macrophytes[J]. Journal of Lake Sciences, 2022, 34(4): 1234-1249. |
| [6] | Manirakiza B, Zhang S H, Addo F G, et al. Exploring microbial diversity and ecological function of epiphytic and surface sediment biofilm communities in a shallow tropical lake[J]. Science of the Total Environment, 2022, 808. DOI:10.1016/j.scitotenv.2021.151821 |
| [7] |
王文林, 刘波, 韩睿明, 等. 沉水植物茎叶微界面及其对水体氮循环影响研究进展[J]. 生态学报, 2014, 34(22): 6409-6416. Wang W L, Liu B, Han R M, et al. Research advancements and perspectives on leaf and stem micro-interfaces in submerged macrophytes and its effect on water nitrogen cycling[J]. Acta Ecologica Sinica, 2014, 34(22): 6409-6416. |
| [8] | Geng N, Xia Y F, Lu D B, et al. The bacterial community structure in epiphytic biofilm on submerged macrophyte Potamogetom crispus L. and its contribution to heavy metal accumulation in an urban industrial area in Hangzhou[J]. Journal of Hazardous Materials, 2022, 430. DOI:10.1016/j.jhazmat.2022.128455 |
| [9] |
李淑涵, 王晓玲, 林海英, 等. 白洋淀金鱼藻附生藻类群落结构时间变化特征及其环境影响因素[J]. 环境工程, 2023, 41(5): 22-29. Li S H, Wang X L, Lin H Y, et al. Temporal variation traits and environmental factors of community structure of epiphytes on Ceratophyllum demersum in the Baiyangdian Lake[J]. Environmental Engineering, 2023, 41(5): 22-29. |
| [10] | Cho K H, Wolny J, Kase J A, et al. Interactions of E. coli with algae and aquatic vegetation in natural waters[J]. Water Research, 2022, 209. DOI:10.1016/j.watres.2021.117952 |
| [11] |
彭柯, 董志, 邸琰茗, 等. 基于16S rRNA高通量测序的北运河水体及沉积物微生物群落组成对比分析[J]. 环境科学, 2021, 42(11): 5424-5432. Peng K, Dong Z, Di Y M, et al. Contrasting analysis of microbial community composition in the water and sediments of the north canal based on 16S rRNA high-throughput sequencing[J]. Environmental Science, 2021, 42(11): 5424-5432. |
| [12] | He S W, Wang X, Pan J Z, et al. Linking fluorescent dissolved organic matters to microbial carbon metabolism in the overlying water during submerged macrophyte Potamogeton crispus L decomposition in the presence/absence of Vallisneria natans [J]. Environmental Research, 2023, 216. DOI:10.1016/j.envres.2022.114381 |
| [13] | Qu M J, Mei Y J, Liu G L, et al. Transcriptomic profiling of atrazine phytotoxicity and comparative study of atrazine uptake, movement, and metabolism in Potamogeton crispus and Myriophyllum spicatum [J]. Environmental Research, 2021, 194. DOI:10.1016/j.envres.2021.110724 |
| [14] |
康丽娟, 许海, 邹伟, 等. 菹草对湖泊水质及浮游植物群落结构的影响[J]. 环境科学, 2020, 41(9): 4053-4061. Kang L J, Xu H, Zou W, et al. Influence of Potamogeton crispus on lake water environment and phytoplankton community structure[J]. Environmental Science, 2020, 41(9): 4053-4061. |
| [15] | 国家环境保护总局. 水和废水监测分析方法[M]. 北京: 中国环境科学出版社, 2002, (第四版). |
| [16] | 鲍士旦. 土壤农化分析[M]. 北京: 中国农业出版社, 2000, (第三版). |
| [17] |
张松贺, 王佳阳, 牟小颖, 等. 不同水体沉水植物叶面微生物群落特征[J]. 河海大学学报(自然科学版), 2022, 50(6): 66-74. Zhang S H, Wang J Y, Mu X Y, et al. Characteristics of microbial community on leaf surface of submerged plants in different water bodies[J]. Journal of Hohai University (Natural Sciences), 2022, 50(6): 66-74. |
| [18] | Si T T, Chen H Z, Qiu Z, et al. Bacterial succession in epiphytic biofilms and deciduous layer sediments during Hydrilla verticillata decay: a field investigation[J]. Journal of Environmental Sciences, 2020, 93: 193-201. DOI:10.1016/j.jes.2020.03.008 |
| [19] |
李汶璐, 王志超, 杨文焕, 等. 微塑料对沉积物细菌群落组成和多样性的影响[J]. 环境科学, 2022, 43(5): 2606-2613. Li W L, Wang Z C, Yang W H, et al. Effects of microplastics on bacterial community composition and diversity in sediments[J]. Environmental Science, 2022, 43(5): 2606-2613. |
| [20] |
邢书语, 原璐彬, 刘鑫, 等. 沉水植物体表附着物重量及碳氮磷元素含量特征分析[J]. 环境化学, 2021, 40(7): 2092-2104. Xing S Y, Yuan L B, Liu X, et al. Characterization of dry weight and elements contents of biofilms attached on aquatic macrophytes and non-living substrates surface[J]. Environmental Chemistry, 2021, 40(7): 2092-2104. |
| [21] |
宋旭, 林陶, 夏品华, 等. 沉水植物附植生物膜藻类组成及重金属累积特征[J]. 湖泊科学, 2019, 31(5): 1268-1278. Song X, Lin T, Xia P H, et al. Algae composition and accumulation characteristics of heavy metals in epiphytic bioflioms of submerged macrophytes[J]. Journal of Lake Sciences, 2019, 31(5): 1268-1278. |
| [22] |
董彬. 典型沉水植物茎叶微界面特性及其生态效应[D]. 南京: 南京师范大学, 2015. Dong B. Characteristics of micro-boundary layer around submerged plant leaves and stems and its ecological effect[D]. Nanjing: Nanjing Normal University, 2015. |
| [23] |
张松贺, 周甜甜, 刘远思. 新开河4种水生植物表面附着微生物群落特征[J]. 水资源保护, 2020, 36(3): 83-88, 104. Zhang S H, Zhou T T, Liu Y S. Characteristics of microbial communities in biofilm of four aquatic macrophytes in Xinkai River[J]. Water Resources Protection, 2020, 36(3): 83-88, 104. |
| [24] |
王敏, 张雨桐, 黄晨, 等. 西安市景观湖泊水体细菌群落结构分析与代谢功能预测[J]. 环境科学, 2023, 44(2): 847-856. Wang M, Zhang Y T, Huang C, et al. Bacterial community structure and the prediction of metabolic function in landscape lake water in Xi'an[J]. Environmental Science, 2023, 44(2): 847-856. |
| [25] |
贺赟, 李雪梅, 李宏权, 等. 再生水构建水环境中沉水植物附着细菌群落特征[J]. 环境科学, 2024, 45(5): 2707-2714. He Y, Li X M, Li H Q, et al. Characteristics of epiphytic bacteria community on submerged macrophytes in water environment supplemented with reclaimed water[J]. Environmental Science, 2024, 45(5): 2707-2714. |
| [26] |
刘淑丽, 简敏菲, 邹龙, 等. 鄱阳湖白鹤保护区微塑料表面微生物群落结构特征[J]. 环境科学, 2022, 43(3): 1447-1454. Liu S L, Jian M F, Zou L, et al. Microbial community structure on microplastic surface in the Grus leucogeranus reserve of Poyang Lake[J]. Environmental Science, 2022, 43(3): 1447-1454. |
| [27] |
黄子粤, 刘文君, 覃仁柳, 等. 不同品种南瓜内生细菌多样性及PICRUSt基因功能预测分析[J]. 中国农业科学, 2021, 54(18): 4018-4032. Huang Z Y, Liu W J, Qin R L, et al. Endophytic bacterial community composition and PICRUSt gene functions in different pumpkin varieties[J]. Scientia Agricultura Sinica, 2021, 54(18): 4018-4032. |
| [28] |
柳晓东, 朱海珍, 姜民志, 等. 北京龙形水系三种沉水植物根际及叶际微生物群落特征[J]. 生物工程学报, 2021, 37(10): 3663-3674. Liu X D, Zhu H Z, Jiang M Z, et al. Characteristics of the rhizosphere and phyllosphere microbial community of three submerged plants in the dragon-shaped water system of Beijing[J]. Chinese Journal of Biotechnology, 2021, 37(10): 3663-3674. |
| [29] |
张伟, 王敏, 郭逍宇. 典型城市河流上覆水和沉积物细菌群落分析[J]. 中国环境科学, 2023, 43(7): 3688-3695. Zhang W, Wang M, Guo X Y. Characteristic analysis of bacterial community in water and sediment in typical urban rivers[J]. China Environmental Science, 2023, 43(7): 3688-3695. |
| [30] | Stabnikova O, Stabnikov V, Marinin A, et al. The role of microplastics biofilm in accumulation of trace metals in aquatic environments[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2022, 38(7). DOI:10.1007/s11274-022-03293-6 |
| [31] | Bellés-Garulera J, Vila M, Borrull E, et al. Variability of planktonic and epiphytic vibrios in a coastal environment affected by Ostreopsis blooms[J]. Scientia Marina, 2016, 80(S1): 97-106. |
| [32] | Lu S J, He R J, Zhao D Y, et al. Effects of shading levels on the composition and co-occurrence patterns of bacterioplankton and epibiotic bacterial communities of Cabomba caroliniana [J]. Science of the Total Environment, 2021, 785. DOI:10.1016/j.scitotenv.2021.147286 |
| [33] | He D, Ren L J, Wu Q L. Epiphytic bacterial communities on two common submerged macrophytes in Taihu Lake: diversity and host-specificity[J]. Chinese Journal of Oceanology and Limnology, 2012, 30(2): 237-247. |
| [34] | Hong J, Huang X H, Wang Z K, et al. Combined toxic effects of enrofloxacin and microplastics on submerged plants and epiphytic biofilms in high nitrogen and phosphorus waters[J]. Chemosphere, 2022, 308. DOI:10.1016/j.chemosphere.2022.136099 |
| [35] | Liu Y S, Gong L X, Mu X Y, et al. Characterization and co-occurrence of microbial community in epiphytic biofilms and surface sediments of wetlands with submersed macrophytes[J]. Science of the Total Environment, 2020, 715. DOI:10.1016/j.scitotenv.2020.136950 |
| [36] | Perkins T L, Clements K, Baas J H, et al. Sediment composition influences spatial variation in the abundance of human pathogen indicator bacteria within an estuarine environment[J]. PLoS One, 2014, 9(11). DOI:10.1371/journal.pone.0112951 |
| [37] | Sun Y, Li X, Liu J J, et al. Comparative analysis of bacterial community compositions between sediment and water in different types of wetlands of Northeast China[J]. Journal of Soils and Sediments, 2019, 19(7): 3083-3097. |
| [38] | Compant S, Clément C, Sessitsch A. Plant growth-promoting bacteria in the rhizo- and endosphere of plants: their role, colonization, mechanisms involved and prospects for utilization[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2010, 42(5): 669-678. |
| [39] | Fan Y F, Li Z P, Li B S, et al. Metagenomic profiles of planktonic bacteria and resistome along a salinity gradient in the Pearl River Estuary, South China[J]. Science of the Total Environment, 2023, 889. DOI:10.1016/j.scitotenv.2023.164265 |
| [40] | Gosai H B, Panseriya H Z, Patel P G, et al. Exploring bacterial communities through metagenomics during bioremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons from contaminated sediments[J]. Science of the Total Environment, 2022, 848. DOI:10.1016/j.scitotenv.2022.156794 |
| [41] | Li N, Wang B R, Huang Y M, et al. Response of cbbL-harboring microorganisms to precipitation changes in a naturally-restored grassland[J]. Science of the Total Environment, 2022, 838. DOI:10.1016/j.scitotenv.2022.156191 |
| [42] | Lu J H, Mu X Y, Zhang S H, et al. Coupling of submerged macrophytes and epiphytic biofilms reduced methane emissions from wetlands: evidenced by an antibiotic inhibition experiment[J]. Science of the Total Environment, 2023, 904. DOI:10.1016/j.scitotenv.2023.166710 |
| [43] | Wang S R, Wang Y X, Liu H P, et al. Using PICRUSt2 to explore the functional potential of bacterial community in alfalfa silage harvested at different growth stages[J]. Chemical and Biological Technologies in Agriculture, 2022, 9(1). DOI:10.1186/s40538-022-00372-6 |
| [44] | Miao L Z, Wang P F, Hou J, et al. Distinct community structure and microbial functions of biofilms colonizing microplastics[J]. Science of the Total Environment, 2019, 650: 2395-2402. |
| [45] | Tallei T E, Fatimawali, Yelnetty A, et al. Predictive microbial community and functional gene expression profiles in pineapple peel fermentation using 16S rRNA gene sequences[J]. Fermentation, 2022, 8(5). DOI:10.3390/fermentation8050194 |
| [46] |
袁训超, 王敏, 郭逍宇, 等. 再生水河道浮游微生物多样性季节变化分析: 以北运河为例[J]. 环境科学, 2022, 43(8): 4097-4107. Yuan X C, Wang M, Guo X Y, et al. Analysis of the seasonal changes in planktonic microbial diversity in urban river supplied with reclaimed water: a case study of the North Canal River[J]. Environmental Science, 2022, 43(8): 4097-4107. |
| [47] |
刘凯辉, 张松贺, 吕小央, 等. 南京花神湖3种沉水植物表面附着微生物群落特征[J]. 湖泊科学, 2015, 27(1): 103-112. Liu K H, Zhang S H, Lv X Y, et al. The characteristics of epiphytic microbes of three submerged macrophytes in Lake Huashen[J]. Journal of Lake Sciences, 2015, 27(1): 103-112. |
| [48] | Yan D B, Xia P H, Song X, et al. Community structure and functional diversity of epiphytic bacteria and planktonic bacteria on submerged macrophytes in Caohai Lake, southwest of China[J]. Annals of Microbiology, 2019, 69(9): 933-944. |
| [49] |
朱亮, 谈悦, 陈琳, 等. 库区植物塘水生植物附着细菌群落季节演替特征及影响因素[J]. 河海大学学报: 自然科学版, 2019, 47(3): 202-208. Zhu L, Tan Y, Chen L, et al. Seasonal succession characteristics and influencing factors of bacterial community attached to aquatic plants in reservoir plant pond[J]. Journal of Hohai University (Natural Sciences), 2019, 47(3): 202-208. |
| [50] | Knief C, Ramette A, Frances L, et al. Site and plant species are important determinants of the Methylobacterium community composition in the plant phyllosphere[J]. The ISME Journal, 2010, 4(6): 719-728. |