2022, Vol. 43
随着我国城市化进程的加快和人民生活水平的不断提高, 城市和农村生活垃圾产生量迅速增长, “垃圾围城”的风险不容忽视[1], 在我国大部分城镇和乡村地区, 由于环保基础设施的缺乏, 仍然采用简易填埋的方式即利用周边的荒地和土坑等堆填垃圾, 导致大量非正规填埋堆场出现[1, 2].与标准卫生填埋场相比, 非正规垃圾填埋场缺少防渗等相关污染防治设施, 其产生的渗滤液会造成不同程度的土壤及地下水污染[3, 4].除含有大量硫酸盐、氯化物、重金属(HMs)、多环芳烃(PAHs)和多溴联苯醚(PBDEs)等有害污染物和无机盐外[2, 5, 6], 垃圾堆场渗滤液含有高浓度氨氮, 导致村镇垃圾堆放场污染土壤的特殊性[4, 7].此外, 大部分垃圾堆放场与农田、牧区和居民生活区距离近, 王晨等[8]通过高分辨率卫星遥感影像发现, 村镇垃圾堆场呈现出数量多、密度大和范围广的特点, 且80%以上的垃圾堆场距离居民点不足100 m, 对人类健康构成极大的安全隐患[9].
植物修复作为成本低廉、简单高效且环境友好的技术, 可以通过降解、代谢、吸收或解毒等途径去除污染物, 已被广泛应用于修复各类污染土壤[10~12].前期研究中, 利用多种耐性植物对我国北方农村垃圾堆场富含氨氮的HMs-PAHs污染土壤进行修复, PAHs的最大去除率达81.3%, 对Cd的富集系数均大于1[13].氮素(N)作为影响植物生长的主要营养元素, 已有研究表明, N可通过影响土壤中HMs的赋存形态和生物有效性、增加植物生物量和减轻氧化应激来有效改善植物对HMs的吸收[14, 15]. N还会通过改变土壤碳氮比, 从而影响有机污染物的降解, Johnson等[16]的研究表明菲的矿化速率与土壤中初始N含量有关.然而, 过量的NH4+会引起植物毒性, 阻碍种子萌发和根系生长[17], 同时还可能对微生物降解污染物具有抑制作用[18]. 因此, 在植物修复垃圾堆场污染土壤过程中, N可能在影响植物生理响应和修复效果方面发挥重要作用, 然而不同供N水平对污染土壤植物修复效率的影响尚需进一步研究以增加其实际应用价值.
本研究选取根系发达和适应性强的苜蓿作为修复植物进行盆栽试验, 分析不同供N水平对苜蓿生长和Cd-PAHs复合污染土壤修复效率的影响, 并采用Illumina MiSeq高通量测序技术, 探讨修复后土壤微生物群落变化情况, 以期为我国非正规填埋场和垃圾堆场污染土壤生态修复提供理论依据.
1 材料与方法 1.1 供试土壤及材料供试土壤采自河北省保定市涞水县某村生活垃圾堆场附近未污染农田表层土(0~20 cm), 土质以碳酸盐褐土、页岩残积褐土为主, 其基本理化性质见表 1.土壤经自然风干, 挑出杂物磨碎过2 mm尼龙筛后供盆栽试验使用.
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表 1 供试土壤理化性质1) Table 1 Physicochemical properties of the tested soil |
供试紫花苜蓿(Medicago sativa L.)种子购于北京正道生态科技有限公司.选取颗粒饱满、大小均匀的种子经3%的H2O2溶液浸泡20 min消毒处理, 用无菌水冲洗3次, 超纯水浸泡24 h后播种于育苗钵中, 待幼苗长到一定高度, 挑选长势相同、剪去顶芽的幼苗移栽至花盆中进行盆栽试验, 每盆各15株.
本试验选取菲(phenanthrene, Phe)和芘(pyrene, Pyr)为PAHs代表(购自Aldrich-Sigma公司), 纯度均大于98%. CdCl2·2.5H2O(分析纯) 购自北京科杰尔生物科技有限公司.
1.2 试验设计根据前期对垃圾堆放场地污染特征调查, 本试验共设计11个处理(表 2), 其中含有两个不种植植物的对照组, 于2019年8~10月在北京师范大学温室花房中进行盆栽试验.
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表 2 各处理组污染物含量设计 Table 2 Design of pollutant concentration in each treatment |
每个处理设置3个重复.首先CdCl2溶液按照上述含量加入土壤, 充分搅拌, 保持田间持水量60%, 熟化10 d.取少量Cd污染土与丙酮溶解的Phe和Pyr混合均匀.待丙酮完全挥发后, 不断加入Cd污染土壤并充分搅拌, 在相同条件下稳定1周, 每盆装土1 kg.本试验处理的高、低污染组中土壤ω(总Cd)初始值分别为(10.05±0.02)mg·kg-1和(1.03±0.05)mg·kg-1, ω(Phe)初始值分别为(200.15±0.03)mg·kg-1和(50.11±0.04)mg·kg-1, ω(Pyr)初始值分别为(200.04±0.02)mg·kg-1和(50.02±0.10)mg·kg-1.氨氮按目标浓度以NH4Cl水溶液的形式加入土壤, 随后移栽紫花苜蓿, 幼苗在10~16℃温室内自然光照条件下生长, 期间保持田间持水量60%左右, 移栽65 d后收获植物, 采集苜蓿根系0~5 cm处根际土壤.将收获的苜蓿分为地上部和根部两部分, 用自来水及去离子水冲洗, 擦干后称取各部分鲜重, 同时将土壤样品冷冻干燥并用研钵磨碎(＜0.25 mm), 置于4℃保存, 用于土壤有效态Cd含量和PAHs含量的测定.根际土壤微生物样品采集时, 首先晃动植物根部, 去除根部松散的土壤后, 使用无菌刷子从根部收集残留土壤作为根际样品, 置于-80℃冰箱保存, 用于微生物高通量测序分析.
本试验结束后, 测定无植物对照组低、高污染条件下土壤ω(总Cd)分别为(0.98±0.01)mg·kg-1和(9.69±0.20)mg·kg-1, ω(Phe)分别为(7.19±0.81)mg·kg-1和(13.19±0.98)mg·kg-1, ω(Phe)分别为(24.56±1.80)mg·kg-1和(87.07±1.77)mg·kg-1.
1.3 测定项目及方法按照《土壤检测》系列标准方法(NY/T 1121)测定pH、机械组成和总有机碳等基本理化性质.土壤总Cd采用HNO3∶HF∶HClO4(5∶4∶2, 体积比)混合酸液消解, 土壤有效态Cd含量采用DTPA浸提法(GB/T 23739-2009), 用电感耦合等离子体质谱仪(ICP-MS, Shimadzu, ICPMS-2030, 日本)测定.设置空白对照并使用国家标准土壤样品GBW07406(GSS-6)进行质量控制, 测定样品回收率在92% ~105%之间.
PAHs测定方法参照本课题组先前的研究[5], 具体为：用体积比为1∶1的正己烷和二氯甲烷混合液(萃取剂) 及二氟联苯(回收率指示剂)对冻干磨碎的土壤进行超声萃取, 重复3次, 将萃取液于25℃水浴中旋蒸至1 mL, 然后过2 g硅胶柱, 并用正己烷和二氯甲烷混合液(7∶3, 体积比)洗脱; 将洗脱液氮吹至＜1 mL, 加入间三联苯(内标), 并用正己烷定容至1 mL, 利用气相色谱-质谱联用仪(GC-MS, Varian 4000, 美国)测定.具体上机条件参照文献[5], 测定样品回收率在72% ~94%之间.
准确称量0.5 g土壤, 根据Fast DNATM kit for Soil(MP Biomedicals Co., California, 美国) 试剂盒提取总DNA, 利用引物799F (5′-AACMGGATTAG ATACCCKG -3′)和1193R (5′ -ACGTCATCCCCACC TTCC -3′)进行PCR扩增, 扩增体系为20 μL：DNA模板10 ng、5×FastPfu缓冲液4 μL、dNTPs 2 μL(2.5 mmol·L-1)、0.8 μL引物(5 μmol·L-1)和FastPfu聚合酶0.4 μL, 剩余体积用双蒸水补足.扩增程序为：95℃预变性3 min, 27个循环(95℃变性30 s, 55℃退火30 s, 72℃延伸45 s), 最后72℃延伸10 min.纯化后的PCR样本在Illumina MiSeq测序平台测序.测序得到的双端序列数据, 首先根据PE reads之间的overlap关系, 将成对的reads拼接成一条序列, 同时对reads的质量和拼接效果进行质控, 根据序列首尾两段的barcode和引物序列区分样品得到有效序列, 并校正序列方向, 即为优化数据.通过序列降噪方法DADA2对优化数据进行去噪, 使用SILVA database version 138数据库作为参考序列并采用classify-sklearn(Naive Bayes)算法对扩增子序列变体(amplicon sequence vriant, ASV)进行物种注释.
1.4 数据处理与分析采用Excel 2019和Origin 2017进行数据处理和作图, 运用SPSS 20.0进行单因素方差分析, 采用最小显著差异法(LSD)比较数据组间的差异(P＜0.05).采用Mothur软件计算土壤中细菌的Ace指数、Chao指数、Shannon指数和Simpson指数.采用R语言的“ggtern”包对不同样本的物种组成进行比较分析.采用R语言的“vegan”包进行基于Bray-Curtis距离的冗余分析(distance-based redundancy analysis, db-RDA), 分析环境因子对土壤微生物群落结构的影响.
2 结果与分析 2.1 不同氮水平处理对污染土壤苜蓿生物量的影响综合分析不同施N水平对单一和复合污染土壤中苜蓿生长的影响发现(图 1), 在低污染水平(SC1和CP1处理组)下, 随着施N量的增加, 苜蓿的生物量呈现先增后降的趋势.与不添加N相比, 低N水平(10 mg·kg-1)处理分别使SC1和CP1处理组中苜蓿根部的生物量增加6.82%和5.16%, 地上部的生物量增加2.27%和3.58%, 但差异均不显著(P＞0.05); 而高N水平(50 mg·kg-1) 对植物具有毒害作用, 苜蓿根部和地上部的生物量明显减少(P＜0.05).在高PAHs-Cd复合污染(CP2处理组)下, 不同施氮水平对植物各部位生物量均有显著的提高.低N条件下, 与对照相比苜蓿根部和地上部的生物量分别增加了5.7倍和3.3倍, 均达到显著水平(P＜0.05); 在高N条件下, 与对照相比苜蓿根部和地上部的生物量分别增加了5.9倍和4.0倍, 均达到显著水平(P＜0.05).此外, 不同Cd-PAHs污染水平对苜蓿根部和地上部的生物量也产生显著影响, 与CP1污染处理组相比, CP2处理组中不添加N和低N水平的苜蓿的生长受到不同程度的抑制, 并且在不添加N时表现得更为明显(P＜0.05).
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不同大写和小写字母分别表示植物根部和地上部不同处理间差异显著(P＜0.05); N0、N1和N2分别表示不同施氮水平, 下同 图 1 不同施氮条件下Cd-PAHs污染土壤中苜蓿地上部和根部鲜重 Fig. 1 Root and shoot fresh weight of alfalfa grown in Cd and PAHs co-contaminated soil under different additions of N |
图 2(a)中, 低污染条件下, 土壤有效态Cd含量随N含量增加先降低后升高, 但差异不显著; 高污染条件下, 较不加N处理, 土壤ω(有效态Cd)在低N和高N水平下, 分别从1.53 mg·kg-1降低到1.40 mg·kg-1和1.09 mg·kg-1, 显著减少9.07%和28.57%(P＜0.05).土壤Cd的存在形态直接关系其生物有效性的差异, 本研究中不同处理条件下土壤有效态Cd占总Cd含量的比例范围为0.14~0.21.低污染组中, 高N水平可显著增加低污染组中土壤有效态Cd含量占比, 与不添加N相比, N2SC1和N2CP1处理组增幅分别为26.96%和8.08%; 但高污染组中, N的添加会降低土壤有效态Cd占比, N1CP2和N2CP2处理组降幅分别为4.77%和22.23%.
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图 2 不同施氮条件复合污染土壤和植物中有效态Cd含量 Fig. 2 Concentrations of available Cd in soil and in alfalfa grown in Cd and PAHs co-contaminated soil under different additions of N |
由图 2(b)可知, 随着污染程度的增加, 苜蓿地上和地下部分Cd含量显著增加.此外, 不同N水平处理对高污染处理组苜蓿体内Cd含量有显著影响, 含量大小顺序依次为：N0CP2＞N2CP2＞N1CP2.其中, N0CP2处理组植物地上和地下部分ω(有效态Cd)分别为24.10 mg·kg-1和10.71 mg·kg-1.然而, 植物修复重金属污染土壤能力的大小不仅取决于植物体内重金属含量还和植物生物量有关, 植物修复效率可通过植物可收获部分提取的重金属总量与土壤中同种重金属量的比值得到.本研究中, 高污染条件下, N素提高了Cd的修复效率, 修复效率从0.95%(N0CP2处理组)最高升高到3.02%(N2CP2处理组); 低污染条件下, 苜蓿修复效率在5.58% ~7.49%.
2.3 不同氮水平处理对污染土壤中PAHs的去除和植物吸收的影响表 3为65 d后不同处理条件下土壤中PAHs的去除和苜蓿中PAHs情况.在低污染条件下, 种植苜蓿土壤中Phe和Pyr的去除率分别比无植物对照组高约9.99%和17.80% (N0CP1和SCP1处理组), 尽管在高污染土壤中, 苜蓿生物量较小(N0CP2处理组), 种植苜蓿土壤中Phe和Pyr的去除率仍然显著高于对照组, 植物修复Phe和Pyr污染土壤效果明显.另外, 相同处理土壤中Phe的去除率明显高于Pyr, 种植苜蓿土壤中Phe的去除率均在95.00%以上, 特别是N1CP1处理组和N2CP2处理组, Phe的去除率分别达到98.00%和98.01%; 而Pyr的去除率变化范围介于78.10% ~91.44%之间, 具体而言, N2CP1处理组Pyr的去除率显著低于N0CP1和N1CP1处理组, 而N的施加显著促进了高污染组Pyr的去除(P＜0.05), 低N水平和高N水平处理增幅分别为7.05%和9.15%.
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表 3 修复65 d后不同处理条件下污染土壤中PAHs浓度、去除率和PAHs吸收量1) Table 3 PAHs concentration and removal rate in contaminated soil and PAHs absorbing capacity of alfalfa after 65 days of phytoremediation under different treatments |
随土壤中Phe和Pyr浓度提高, 苜蓿根和地上部分Phe和Pyr含量显著增加(P＜0.05), 且Pyr含量明显大于Phe.此外, 同一处理的地上部Phe和Pyr含量小于根, PAHs优先在根系中积累, 根内Phe和Pyr的含量与其在土壤中的残留浓度也呈显著正相关(P＜0.05), 见表 4.植物促进土壤中Phe和Pyr的去除主要包括两个方面：植物直接吸收污染物和植物促进微生物对污染物的降解作用.通过有和无植物土壤中Phe和Pyr总去除量相比, 并根据种植苜蓿的PAHs吸收量, 可以发现在不添加N条件下, 低污染处理组中植物吸收对植物促进Phe和Pyr去除的贡献仅为0.078%和0.207%, 高污染处理组为0.025%和0.019%.
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表 4 污染土壤与植物体内PAHs含量的Pearson相关分析1) Table 4 Pearson correlation analysis of PAHs content in plants and contaminated soil |
2.4 不同氮水平处理对土壤细菌群落结构的影响 2.4.1 土壤细菌群落多样性
本研究每个样品的有效序列数范围为15 861~23 398个, 平均长度为377 bp.降噪后的序列数范围为6 414~10 503个, ASV数目为240~354个, 平均测序覆盖率为99%, 表明测序结果接近样本中微生物群落结构的实际情况.不同处理条件下土壤中微生物α多样性指数如表 5所示.ACE和Chao指数反映微生物群落的丰度, 数值越大表明菌群丰度越高; Shannon和Simpson指数反映微生物群落的多样性, Shannon指数越大、Simpson指数越小表明多样性越高.结果表明, SC1和CP1污染处理组中, 土壤细菌的ACE和Chao指数随施N量的增加, 呈现先增后降的趋势; 而N的施加显著降低了CP2污染处理组土壤细菌的ACE和Chao指数.各样本间的Shannon和Simpson指数差异不大.此外, 污染水平也会影响土壤微生物群落多样性, 在不添加氮的对照组中, 随着污染程度的增加, ACE、Chao和Shannon指数均呈现出增加的趋势, Simpson指数无明显差异.
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表 5 不同处理条件下土壤中细菌群落多样性指数1) Table 5 Diversity index of bacterial community in soil under different treatments |
2.4.2 土壤细菌群落分类学组成及冗余分析
利用Ternary三元相图比较了不同施N条件对同一污染水平土壤细菌群落组成在属水平上的影响.相同颜色不同的点代表了细菌同一科水平下不同的属, 点的大小代表该属在不同样本当中平均相对丰度, 点的位置代表了该属在不同样本中的分布比例(图 3, 图例为细菌科水平分类).在SC1处理组中[图 3(a)], 最优势属为类诺卡氏菌属(Nocardioid), 相对丰度平均值为5.71%, 其次是鞘氨醇单胞菌属(Sphingomona), 相对丰度平均值为4.70%, 其中在N2SC1样本中, 两类菌属分布比例最高, 分别占44.02%和57.98%;类诺卡氏菌属(Nocardioides)同样是CP1处理组中的最优势属[图 3(b)], 其相对丰度平均值为8.51%, 其次是未分类的微球菌(unclassified Micrococcaceae, 7.94%), 且在N0CP1样本中分布比例较高, 占44.71%.此外, 鞘氨醇单胞菌属(Sphingomonas)和细杆菌属(Microbacterium)相对丰度也较高, 分别为4.68%和3.44%, 不同处理分布比例不同, 在N1CP1和N2CP1样本中分布比例较高; 在CP2处理组中[图 3(c)], 芽孢杆菌属(Bacillus)为最优势属, 相对丰度平均值为10.70%, 其次是类诺卡氏菌属(Nocardioides, 5.15%)和Gaiella (3.37%), 且类诺卡氏菌属(Nocardioides)在不同污染水平土壤细菌群落组成显示出相同的趋势, 在高N处理样本中含量较高.此外, 细杆菌属(Microbacterium)、索氏菌属(Thauera)、鞘氨醇单胞菌属(Sphingomonas)、未分类的微球菌(unclassified Micrococcaceae)、剑菌属(Ensifer)、新鞘脂菌属(Novosphingobium)和节杆菌属(Arthrobacter)等, 在N2SC1和N2CP2样本中分布比例较高.
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图 3 相同污染处理组中不同施氮条件下土壤细菌群落在属水平上的相对丰度 Fig. 3 Relative abundance of bacteria communities on genus-level in the same polluted soil under N addition |
采用基于Bray-Curtis距离的冗余分析(db-RDA)探究氮素、PAHs和Cd对污染土壤微生物群落组成的影响(图 4).结果发现, 第一和第二排序轴占总特征值的38.42%.其中, PAHs和Cd显著影响土壤微生物群落分布(P＜0.05), 且影响程度较大, 决定系数r2分别为0.92和0.88.虽然氮素对菌群结构的影响未达到显著水平(P=0.367), 但高N水平处理对SC1和CP2污染组土壤细菌群落组成影响更大, 低N水平对土壤细菌群落结构影响不大; 另外, 各环境因子间也呈现正相关.
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图 4 污染土壤中微生物群落与环境因子相关性的db-RDA分析 Fig. 4 The db-RDA plots of correlation between the bacteria communities and environmental variables of polluted soil |
氮素是影响植物生长最主要的营养元素, 但对于污染退化土壤, 其可利用氮素往往低于植物生长所需, 常常需要外加氮源来保证植物生长[14, 19].本研究中不同N素的施用水平对苜蓿生长的影响存在差异.在高Cd-PAHs复合污染条件下, 随着施N量的增加生物量显著提高, 缓解PAHs和Cd对植物生长的胁迫作用.在低Cd和Cd-PAHs复合污染条件下, 低N水平促进了苜蓿的生长, 而在高N水平其生长受到抑制.李继光等[20]的研究结果也表明, 在一定范围内随着供N水平的增加能显著地提高修复植物的生物产量和各项根系形态的指标, 并促进其对Cd的吸收.本研究中, 随着施N量的增加, 低污染水平土壤中的苜蓿生物量出现降低趋势可能是由于土壤中不合适的C∶N造成的[21].与高分子量PAHs完全依赖共代谢降解不同, 3~4环多环芳烃可作为污染土壤微生物的碳源[22].Thompson等[23]的研究表明, 通过在Pyr污染土壤中添加无机氮, 调整适宜的土壤C∶N, 百慕大草(Cynodondactylon)生长显著改善.而过量的NH4+会引起植物毒性, 阻碍种子萌发和根系生长[17].此外, 在不添加氮的对照组中, 单一和复合污染条件下, 随着不同处理浓度的变化直接影响到苜蓿的生长发育, 王宗硕[24]也观察到类似现象, 这可能是因为高浓度的重金属会对植物产生严重的毒性胁迫, 同时, 高浓度的PAHs通过产生过量活性氧诱导氧化应激, 抑制植物的净光合速率, 二者的协同效应也可能加剧污染物的植物毒性, 从而威胁植物的生长发育, 导致其生物量下降[25, 26].
土壤中有效态重金属含量可被植物根部直接吸收并决定对环境的危害程度, 是修复重金属污染土壤的关键[27].本研究中, 不同N水平处理显著影响土壤Cd的存在形态, 低污染条件下, 高浓度N对Cd具有一定的活化作用, 而高污染条件下, 随N的添加有效态Cd占比显著降低.一方面, 可能是由于NH4+与重金属离子发生置换作用, 从而降低土壤对重金属的吸附, 提高其有效性[28]; NH4+还可通过土壤中发生的硝化作用, 释放H+, 并被植物根系吸收后, 通过释放H+, 降低土壤pH值, 引起土壤中Cd形态转变, 进而提高有效态Cd含量[29, 30].另一方面, N素的供给除影响Cd有效性外, 还会使植物代谢增强, 促进对Cd的吸收[31].因此在N素对Cd形态转化的促进作用和植物较强的Cd吸收的共同作用下, 导致了以上结果产生差异.金属生物有效性提高和根际微生物活性增强, 是强化植物提取重金属的重要特征[32, 33], 有研究报道, 芽孢杆菌属(Bacillus)和节杆菌属(Arthrobacter)是对重金属具有抗性的根际促生菌(plant-growth-promoting rhizobacteria, PGPR), 可以忍受极端环境和较低的底物利用率, 并通过刺激根系生长、产生金属螯合剂和提高土壤酶活性和养分有效性, 增强植物对重金属胁迫的耐受性和吸收[34, 35].这一结果在本研究中得到证实, 高污染组苜蓿体内Cd含量显著增加, 对重金属具有较强的耐受机制.然而植物对重金属污染土壤的修复效率需要综合考虑其生长情况和对重金属的吸收情况[36], 本研究中, 高污染条件下, 施加N可以提高修复效率, 这与Shen等[15]的研究结果一致, 外源施N可以缓解高浓度污染胁迫下植物组织的氧化损伤, 从而促进金属吸收, 提高修复效率.相较于生长速率和生物量通常较低的超富集植物, 紫花苜蓿、黑麦草等牧草类高积累植物由于具有较高生物量、生态适应性和较强的重金属吸收能力, 在一定程度上更具有实际修复意义.根部作为牧草对重金属积累调控的关键部位[37], 在重度污染场地中, 利用一些物理和化学等方法通过增加其根部生物量和重金属的获取以在实际应用中最大程度提高高积累植物的修复效率[38, 39].
本研究结果还表明, 修复65 d后, 种植植物土壤中的Phe和Pyr去除率高, 植物对土壤中Phe和Pyr降解的促进作用明显.各污染处理组土壤中Phe的去除率均高于Pyr, 这可能和PAHs的种类有关[40].PAHs在土壤中的耗散机制主要包括生物降解、转化, 植物吸收和代谢以及挥发、光氧化和浸出等物理化学过程.对于4环及以上高分子量PAHs, 挥发作用可以忽略不计; 而植物对PAHs的吸收和代谢贡献较小, 高彦征等[41]的研究表明植物吸收不是植物促进土壤中Phe和Pyr去除的主要原因, 其贡献小于0.54%, 与本研究的结果一致, 因此植物促进微生物的降解作用可能是本研究中PAHs去除的主要途径.一方面, 植物产生的根系分泌物可刺激微生物对有机污染物的矿化作用[19], 另一方面, 芽孢杆菌属(Bacillus)、鞘氨醇单胞菌属(Sphingomonas)、类诺卡氏菌属(Nocardioides)和剑菌属(Ensifer)被证实具有降解PAHs的能力, 特别是可以利用Phe作为唯一的碳源和能源[42~44].另外, db-RDA表明, PAHs和Cd能够显著影响土壤中细菌群落的结构, 高N水平处理使单一Cd污染和高污染组中的节杆菌属(Arthrobacter)、细杆菌属(Microbacterium)和新鞘脂菌属(Novosphingobium)成为土壤中的优势细菌群落, 它们在污染土壤的生物修复中发挥重要作用[45, 46].因此, 在外界生长环境的氮素含量未达到植物生长的最适临界点情况下, 适当的供氮水平(C∶N适宜)可以缓解污染物对修复植物生长的胁迫作用, 同时通过改善土壤微生物群落结构, 提高对Cd和PAHs的修复效率, 但是值得注意的是, 在修复富含氨氮的非正规填埋场或垃圾堆放场污染土壤过程中, 不能简单地将适用于一种修复植物或一种污染土壤的情况推广到其他修复植物和不同程度污染土壤, 必须开展相应地模拟试验, 或借助农艺施肥措施进行调控, 以使修复效果最大化.
4 结论(1) 低N水平(10 mg·kg-1)能促进低污染条件下苜蓿的生长, 其中以单一Cd污染处理组苜蓿生物量最高, 而高N水平处理(50 mg·kg-1)则显著抑制其生长; 在高浓度复合污染条件下, 不同氮水平处理对植物各部位生物量均有显著地提高(P＜0.05).
(2) N的添加显著影响土壤有效态Cd占比, 且显著提高高复合污染条件下植物的修复效率, 从0.95%增加到3.02%; 低污染条件下, 植物修复效率在5.58% ~7.49%.
(3) 低污染条件下, 土壤PAHs的去除率随施N量的增加呈现先增后降的趋势; 在高复合污染下, N对土壤Pyr的去除具有一定的促进作用, 低N水平和高N水平处理增幅分别为7.05%和9.15%.植物促进土壤中PAHs的去除主要包括两个方面：植物直接吸收PAHs和植物促进微生物对PAHs的降解作用.其中, 微生物的降解作用占主导地位, 而植物的吸收作用占比小于0.21%.
(4) 冗余分析显示PAHs和Cd是影响土壤微生物群落结构的主要因素, 此外, 高N水平处理对单一Cd污染和高污染组中细菌群落分布影响更大, 促进具有生物修复作用的菌属成为土壤优势细菌群落, 如节杆菌属(Arthrobacter)、细杆菌属(Microbacterium)和新鞘脂菌属(Novosphingobium)等.
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