2022, Vol. 43
2. 山西大学黄土高原研究所, 黄土高原生态恢复山西省重点实验室, 太原 030006;
3. 山西省林业和草原工程总站, 太原 030006;
4. 忻州师范学院生物系, 忻州 034003
, HE Lei3 , LIU Jin-xian2 , HU Yan-qiu1,2 , ZHUO Yan-ying4 , ZHENG Qing-rong1 , CHAI Bao-feng2
2. Shanxi Key Laboratory of Ecological Restoration for Loess Plateau, Institute of Loess Plateau, Shanxi University, Taiyuan 030006, China;
3. Shanxi Forestry and Grassland General Engineering Station, Taiyuan 030006, China;
4. Department of Biology, Xinzhou Teachers University, Xinzhou 034003, China
亚高山草甸作为一种重要的草地生态系统类型, 是我国重要的畜牧业生产基地, 也是重要的绿色生态屏障, 在减少沙尘暴、涵养水源、防风固沙和调节气候等方面发挥着重要作用[1]. 亚高山草甸在黄土高原高海拔山区广泛分布, 仅山西省亚高山草甸分布面积达到35.3万hm2, 主要分布在太岳山、吕梁山、五台山和中条山等山系林线以上的高海拔地带. 亚高山草甸地处高寒地带, 对气候变化响应极为敏感, 是监测气候变化的理想实验场所和研究生物多样性保护的热点地区[1, 2]. 近年来, 在气候变化和人为干扰等多重因素的影响下, 山西境内部分亚高山草甸发生了不同程度的退化, 生物多样性下降, 生产力降低, 导致生态系统功能衰退和恢复能力减弱[3].
有研究证实草地退化会改变土壤肥力、植物种群组成、植物多样性、地上和地下生产力[4~6]. 生态学家一直以来较多关注于草地生态系统退化过程中植物群落的演替动态, 植物群落组成的变化规律往往被用作草地退化的指标[7]. 与植物相似, 微生物也受到养分资源、非生物环境条件、生物相互作用和历史偶然性的制约[8]. 然而, 植物和微生物之间的生物学差异可能导致对退化草地的响应机制不同. 植物凋落物沉积和根系分泌物对微生物群落产生重要影响, 这表明植被可能是草地退化过程中微生物群落周转的重要驱动因素[6]. 土壤微生物群落作为土壤生物地球化学循环的核心, 参与生态系统过程的调控, 其组成和多样性对外界的干扰非常敏感[9]. 土壤基质有效性[10]、酶活性[11]、植物属性[4]和环境异质性[12]是影响土壤微生物群落的重要因素. 因此, 草地退化过程中土壤养分有效性、植物组成和生物量的明显变化必然会改变土壤微生物群落的组成和多样性. 特别是真菌作为土壤微生物的重要组成部分, 与植物关系非常密切, 在陆地生态系统中扮演着植物分解者、病原体和共生体等重要角色[13]. 然而, 亚高山草甸退化过程中土壤真菌群落特征如何变化以及与植被和土壤环境的关系尚不清楚.
研究区五台山(38°27′~39°15′ N, 112°48′~113°55′ E)位于山西省忻州市东北, 具有相对完整的高山和亚高山草甸生态系统. 五台山亚高山草甸是华北最大的高山夏季牧场之一[14], 面积106 993 hm2. 近年来, 由于过度放牧、旅游活动和自然气候的影响, 加之亚高山草甸植物生长期短、凋萎期长, 五台山亚高山草甸面临严重的退化问题[14]. 虽然放牧和气候变化对五台山亚高山草甸生态系统影响的研究已展开, 但多是针对地上植被部分和地下土壤肥力的研究[3, 15], 而对该区域土壤真菌等微生物如何响应亚高山草甸退化的研究才刚刚起步. 本研究采用空间-时间替代法, 选择不同退化程度的亚高山草甸[包括未退化(nondegraded, ND)、轻度退化(lightly degraded, LD)、中度退化(moderately degraded, MD)和重度退化(heavily degraded, HD)草甸]土壤真菌群落为研究对象, 运用Illumina MiSeq高通量测序技术, 旨在探讨: ①草甸退化梯度, 土壤真菌群落组成变化和多样性分布格局; ②亚高山草甸退化条件下土壤真菌群落随土壤和植物特性如何变化. 本研究不仅有助理解土壤真菌对亚高山草甸退化的响应机制, 也为亚高山草甸保护和生态修复提供了重要的理论依据和数据支撑.
1 材料与方法 1.1 样地设置与样品采集基于植被盖度、物种优势度、地上生物量和可食植物比例的指标[16], 划分了4种不同退化程度的亚高山草甸, 包括未退化(ND)、轻度退化(LD)、中度退化(MD)和重度退化(HD)草甸(表 1). 每个退化草地样地面积为100 m×100 m, 样地之间的最大距离不超过500 m. 土壤类型均为亚高寒草甸土. 未退化草地的原生植被以高山嵩草(Kobresia pygmaya)为优势种, 同时伴生有直梗高山唐松草(Thalictrum alpinum)和珠芽蓼(Polygonum viviparum). 在退化过程中, 优势植被逐渐被鹅绒委陵菜(Plantago depressa)和平车前(Plantago depressa)所取代.
|
表 1 亚高山草甸不同程度退化指标及分类标准 Table 1 Indicators and classification standards for different degrees of subalpine meadow degradation |
2018年8月, 采用了随机抽样的方法, 确保在不同退化程度草甸样地进行有代表性的抽样. 在每种不同退化程度草甸斑块中随机选取5个1 m×1 m的样方, 样方之间距离大于50 m, 共选取20个小样方进行采样. 在每个样方内, 利用对角线多点(共5点)混合取样的方法对0~10 cm表层土壤进行采样, 混为一个样品. 将土壤样品通过2 mm的筛网去除大部分根系、动物和石头. 然后将样品分为两部分, 一部分样品保存于-80℃冰箱进行分子生物学分析, 另一部分样品风干进行理化分析.
1.2 土壤理化性质测定烘干法测定土壤含水量(SWC); 便携式土壤参数检测仪(HA-TR-Ⅲ, 中国)测定土壤电导率(EC)和土壤温度(ST); 土壤pH值用电位法(HANNA, 意大利)测定(土水比为1 ∶2.5); 总碳(TC)和总氮(TN)通过元素分析仪(Elementar Vario MACRO, 德国)测定; 采用K2Cr2O7氧化法测定土壤有机碳(SOC); 铵态氮(NH4+-N)、硝态氮(NO3--N)、亚硝态氮(NO2--N)采用间断元素分析仪(CleverChem 380, 德国)测定. 用钼蓝法测定土壤有效磷(AP), 用火焰光谱法测定土壤有效钾(AK), 按Lampurlanés的方法测定土壤容重[17].
1.3 DNA提取、高通量测序及生物信息学分析称取0.5 g土壤样品, 使用E.Z.N. A.®土壤DNA试剂盒(Omega Bio-tek, USA)按照试剂盒使用说明书步骤提取和纯化土壤微生物DNA, 送往上海美吉生物医药科技有限公司进行高通量测序. 采用ITS1F和ITS2R引物对真菌核糖体的ITS1高可变区进行PCR扩增, 并通过Illumina MiSeq测序平台对真菌扩增产物进行测序.
原始序列经过质控后, 剔除嵌合序列, 剩下的序列使用UPARSE以97%的相似性作为阈值划分分类操作单元(operational taxonomic units, OTUs). 真菌序列与UNITE真菌ITS数据库进行比对(以97%的相似度对序列进行OTU聚类), 设置比对阈值为70%. 去除在所有样品中丰度小于0.001%的OTU. 所获得的序列按最小样本序列数抽平, 用于下游分析. 真菌ITS rRNA基因的原始测序序列(PRJNA695803)保存在NCBI数据库中.
1.4 数据分析基于R studio vegan包, 计算真菌和植物的α多样性和β多样性, 采用非度量多维尺度分析(non-metric multidimensional scaling, NMDS)和相似性分析(analysis of similarity, ANOSIM)对组间土壤真菌群落结构进行比较. 基于线性判别分析(linear discriminant analysis, LDA)和LEfSe分析(linear discriminant analysis effect size)来估算土壤真菌群落门、纲、目、科和属分类学水平的物种丰度对差异效果影响的大小(P＜0.05和LDA评分＞3.5), 识别潜在的生物标记物(biomarker)[18]. 采用冗余分析(redundancy analysis, RDA)评价真菌群落结构与环境变量之间的相关性. 在RDA之前, 使用逐步回归和蒙特卡罗置换测试对所有环境变量进行前选择, 选择具有统计学意义(P＜0.05)的环境变量进行下一步分析. 采用方差分解分析(variance partitioning analysis, VPA)土壤理化性质和植物变量对真菌群落结构变化的影响(CANOCO 5.0). 利用IBM SPSS statistics 20进行皮尔逊相关性分析以及采用单因素方差分析和Duncan多重比较分析进行显著性差异分析.
2 结果与分析 2.1 亚高山草甸退化过程中土壤理化性质和植物群落特征变化不同退化程度亚高山草甸土壤性质和植物变量如表 2所示. 铵态氮(NH4+-N)、pH值和土壤容重随退化程度增加而增加, 而总碳(TC)、土壤含水量(SWC)、土壤有机质(SOM)、植物盖度、植物高度和地上生物量(AGB)随着退化程度增加而减少. 与ND草甸相比, MD和HD草甸的SWC、TC和总氮(TN)含量均显著降低(P＜0.05), 而LD和ND草甸的TC和TN含量差异不显著(P＞0.05). 植物盖度、高度和AGB均随退化程度的增加而显著降低(P＜0.05). LD、MD和HD草甸的SWC显著低于ND草地(P＜0.05). 不同退化程度草甸间的电导率(EC)、亚硝态氮(NO2--N)和速效磷(AP)差异不显著(P＞0.05). 随着退化程度增加, LD和MD草甸的植物多样性(物种丰富度和Shannon指数)显著增加(P＜0.05), 而HD草甸的植物多样性显著减少(P＜0.05).
|
|
表 2 亚高山草地退化过程土壤理化性质和植物群落特征1) Table 2 Plant and soil physicochemical properties along the subalpine meadow degradation gradient |
2.2 亚高山草甸退化过程中土壤真菌群落组成和多样性的变化
通过高通量测序, 在20个样本中共检测到1 375 613条高质量的真菌序列. 按最小样本序列数31 639抽平, 共鉴定出3 111个OTU(>97%序列相似性水平). 20个样地中共鉴定出子囊菌门(Ascomycota)、担子菌门(Basidiomycota)、接合菌门(Zygomycota)、壶菌门(Chytridimycota)、球囊菌门(Glomeromycota)、芽枝霉门(Blastocladiomycota)和罗兹菌门(Rozellomycota)这7个真菌门, 包括31个纲、100个目、218个科、458个属和1 786个种. 其中子囊菌门、担子菌门和接合菌门(相对丰度为＞1%)被定义为优势门(图 1). 担子菌门中包括了伞菌纲(Agaricomycetes)和银耳纲(Tremellomycetes), 子囊菌门包括了粪壳菌纲(Sordariomycetes)、盘菌纲(Pezizomycetes)、圆盘菌纲(Orbiliomycetes)、锤舌菌纲(Leotiomycetes)、散囊菌纲(Eurotiomycetes)、座囊菌纲(Dothideomycetes)和古根菌纲(Archaeorhizomycetes). 在草地退化过程中, 土壤真菌优势门和纲的相对丰度发生了变化(图 1).
|
优势真菌门: 平均相对丰度＞1% 图 1 不同退化程度草甸土壤优势真菌门和纲的相对丰度 Fig. 1 Relative abundance of the dominant soil fungal phyla and class in meadows with different degradation degrees |
LEfSe分析显示(图 2), 32个真菌分类群在统计学上有显著差异(LDA>3.5, P＜0.05). ND草甸中富集了12个真菌分类群, 即在纲水平的菌群为银耳纲(Tremellomycetes); 在目水平上有银耳目(Tremellales)、鸡油菌目(Cantharellales)和粪壳菌目(Sordariales); 在科水平上有蛹孢假壳科(Leptosphaeriaceae)、银耳目未定义的科(norank_o_ Tremellales)、毛球壳科(Lasiosphaeriaceae)和中国毛壳菌科(Chaetomiaceae); 在属水平上有小球腔菌属(Leptosphaeria)、隐球菌属(Cryptococcus)、腐质霉属(Humicola)和毛球壳科未定义的属(unclassified_f_ Lasiosphaeriaceae). LD草甸中富集了角菌根菌属(Ceratobasidium)和革菌属(Thelephora). MD草甸中检测到15个显著差异的真菌分类群(1个纲、3个目、4个科和7个属), 即座囊菌纲(Dothideomycetes)、格孢腔菌目(Pleosporales)、寡囊盘菌目(Thelebolales)、巨座壳目(Magnaporthales)、荚孢腔菌科(Sporormiaceae)、格孢腔菌目未定义的科(norank_o_ Pleosporales)、寡囊盘菌科(Thelebolaceae)、巨座壳科(Magnaporthaceae)、光黑壳属(Preussia)、荚胞腔菌科未定义的属(unclassified_f_ Sporormiaceae)、Boeremia属、异茎点霉属(Paraphoma)、格孢腔菌目未定义的属(unclassified_f_ norank_o_ Pleosporales)、寡囊盘菌科未定义的属(unclassified_f_ Thelebolaceae)和Mycoleptodiscus属. HD草甸富集了3个真菌分类群, 分别为盘菌目未定义的科(norank_o_ Pezizales)、头梗霉属(Cephaliophora)和蜡壳菌属(Sebacina). 结果表明, 亚高山草甸退化过程中土壤真菌群落组成和相对丰度发生了显著变化.
|
从内到外的圆环表示从门、纲、目、科和属的系统发育水平; 圆环上的节点表示分类学层次上的一个分类单元, 每个圆的直径与丰度成正比, 黄色表示丰度没有显著变化; 不同退化程度草甸中相对丰度显著较高的分类单元(生物标志物)在进化分枝图中进行了颜色编码(紫色表示ND, 绿色表示LD, 蓝色表示MD, 红色表示HD) 图 2 不同退化程度草甸土壤真菌群落组成差异的LEfSe分析结果 Fig. 2 LEfSe analysis showing soil fungal community differences in meadows with different degradation degrees |
土壤真菌群落的丰富度指数和香农指数总体来说随着亚高山草甸退化程度增加而减少(图 3). 与ND草甸相比, HD草甸土壤真菌群落丰富度和香农指数显著降低(P＜0.05, 图 3). LD和MD草甸土壤真菌丰富度指数均低于ND草甸, 但它们之间没有统计学上的差异[P＞0.05, 图 3(a)]. 与ND草甸相比, LD草甸土壤真菌香农指数显著降低(P＜0.05), 而MD草甸中没有显著的变化[P＞0.05, 图 3(b)].
|
没有相同标记字母表示组间差异显著(P＜0.05); 有任何相同标记字母表示组间差异不显著(P＞0.05) 图 3 不同退化程度草甸土壤真菌群落α多样性 Fig. 3 The α diversity indices of soil fungal communities in meadows with different degradation degrees |
从图 4可知, 4种不同退化程度草甸样本基本分离成3个部分, 其中MD和HD草甸的样本聚集在一起. 利用ANOSIM进一步对不同退化程度草甸土壤真菌群落的结构差异性进行了分析(图 4). 结果显示真菌群落组成和结构在退化的过程中发生了显著的变化(r=0.421, P＜0.001, 图 4和表 3). 两两对比的ANOSIM分析显示, 除了MD和HD草甸(P＞0.05)之外, 其他任意两组不同退化水平草甸间的群落组成均有显著分离(P＜0.05)(表 3).
|
r=0.445, P＜0.001为不同退化程度草甸之间群落相似性的ANOSIM检验结果; stress值表示NMDS的整体降维效果, 一般要求该值＜0.1 图 4 基于Bray-Curtis距离的不同退化程度草甸土壤真菌群落非度量多维尺度分析(NMDS) Fig. 4 Non-metric multidimensional scaling (NMDS) of soil fungal communities in meadows with different degradation degrees based on Bray-Curtis distance |
|
|
表 3 不同退化程度草甸间真菌群落的ANOSIM分析结果 Table 3 ANOSIM statistic of fungal communities among different degraded meadows |
2.3 环境变量对土壤真菌群落结构的影响
采用RDA确定了亚高山草甸退化土壤真菌群落变化的关键环境驱动因子(图 5). 轴1和轴2分别解释变异量15.55%和10.78%, 总共解释了真菌群落变化量的26.33%. 土壤含水量、总氮、植物丰富度和铵态氮显著影响了土壤真菌群落结构变化(P＜0.05), 是最重要的环境驱动因子. VPA结果显示, 所选环境变量解释了47.3%的真菌群落组成变化(图 6). 其中, 土壤化学性质单独解释真菌群落变异的比例最大为24.2%, 植物变量和土壤物理性质单独解释了13.8%和1.0%.
|
图 5 土壤真菌群落结构与环境因子的RDA分析 Fig. 5 RDA of soil fungal community structure with environmental factors |
|
数据为各类因子解释变量的百分数 图 6 土壤化学特性、物理特性和植物群落参数对真菌群落结构影响的VPA分析 Fig. 6 VPA of the effects of soil chemical properties, physical properties and plant community parameters on fungal community structure |
为了进一步了解植被参数对土壤真菌群落的影响, 分析了土壤真菌群落与植物多样性之间的相关关系. 结果表明, 土壤真菌和植物的丰富度指数显著相关(P＜0.05, 图 7), 它们之间的β多样性也有显著的相关关系(r=0.345, P＜0.001, 图 8). 这些结果进一步表明在五台山亚高山草甸退化过程中植物群落的变化对土壤真菌群落具有重要影响.
|
红色实线表示真菌和植物群落α多样性间的线性回归; 蓝色虚线间的区域表示拟合的95%置信区间 图 7 土壤真菌群落与植物群落α多样性之间的相关关系 Fig. 7 Relationship between plant and soil fungal α diversity |
|
红色实线表示真菌和植物群落β多样性(基于Bray-Curtis距离)间的线性回归; 蓝色虚线间的区域表示拟合的95%置信区间 图 8 土壤真菌群落与植物群落β多样性之间的相关关系 Fig. 8 Relationship between plant and soil fungal β diversity |
亚高山草甸退化过程中土壤真菌群落从门到属, 在低分类水平和高分类水平上物种组成均有明显变化, 这表明整个真菌群落发生了重要的分类学变化, 并支持了这样一种理论, 即在广泛的系统发育群中至少存在某种程度的生态一致性[19, 20]. 子囊菌门、担子菌门和接合菌门是较为丰富的真菌门(图 1), 这与在西藏草原和黄土高原草地的研究一致[18, 21]. 如果真菌对底物利用过程的偏好不同, 草地退化引起的生物地球化学性质的影响将导致特定物种发生显著变化[22, 23]. 在未退化草甸中主要富集了粪壳菌目、鸡油菌目和银耳目等腐生真菌群, 它们在有机物降解中发挥重要作用, 能将动植物残体中的有机物分解成无机物归还无机环境, 促进养分循环.有研究证实粪壳菌目、鸡油菌目和银耳目菌群的相对丰度往往随着凋落物的增加而增加[24, 25], 本研究中未退化草甸中存在大量的植物凋落物, 这可能是这些菌群在未退化草甸中富集的原因. 轻度退化草甸中富集了角菌根菌属和革菌属菌群, 它们均为外生菌根真菌, 在促进土壤中有机物质的分解及植物对有机、无机元素吸收, 提高植物抗病和抗逆性等方面具有重要意义[26]. 中度退化草甸中富集的格孢腔菌目菌群存在于多种盐生植物根部、根际, 多数菌株虽不嗜盐, 但具有较强的耐盐性和耐碱性, 能够在寡营养等恶劣的条件生存[27], 多数成员能引起植物病害.例如, 格孢腔菌目中的异茎点霉属和光黑壳属真菌为常见植物病原真菌, 使植物产生叶斑、茎枯、溃疡和腐烂等症状[27].巨座壳目则包含了引起稻瘟病的植物病原菌.重度退化草甸中富集的蜡壳菌属是一种内生真菌, 能够促进宿主植物对矿物质的吸收和干物质的累积, 抵御不利的外部环境[28], 在一定程度上可以缓解退化对草地生态系统的不利影响.另外, 重度退化草甸富集的头梗霉属经常被发现为严重的植物病原体[29]. 这些结果表明, 严重的草甸退化不仅降低了植物多样性和生物量, 而且由于病原菌相对丰度的增加, 还可能增加高寒植物-土壤生态系统的潜在健康风险. 此外, 放牧等活动对草皮层的破坏也可能促进病原菌的扩散[21]. 如果没有适当的管理, 亚高山草甸退化将可能促进植物病害的发生, 并进一步加剧草甸的退化.
3.2 植物和土壤真菌群落多样性对亚高山草甸退化的响应沿五台山亚高山草甸退化梯度, 植被组成、植物物种丰富度、植物多样性和地上生物量变化显著, 原生植物群落逐渐被以非禾本草本植物为主的次生植物群落所取代. 植物群落的丰富度和多样性在轻度和中度退化阶段最高(表 2), 呈驼峰变化的格局. 这些结果与前人对退化高寒草地和草甸的研究结果相似[6, 16], 与中度干扰假说一致. 中度干扰增加了环境的异质性, 导致植物物种的多样性增强. 在本研究中, 由于LD和MD草甸中原生植被的破坏改变了土壤特性, 这可能为外来物种的入侵和生长提供了有利条件, 最终增加了植物的多样性.
本研究表明土壤真菌α多样性随着亚高山草甸退化程度增加而减少(图 3), 而本课题组之前的研究发现土壤细菌群落的丰富度和香农指数没有显著的变化[30]. 这表明不同类型微生物群落α多样性对亚高山草甸退化的响应模式不同, 真菌群落α多样性比细菌群落对草甸退化更敏感. 真菌对土壤养分限制的敏感性高于细菌[31], 这可能是导致这一观察结果的原因. 有研究表明植物α多样性的改变对细菌α多样性没有显著影响[30], 而本研究中真菌群落α多样性与植物α多样性显著相关(图 7). 这可能与Millard等[32]证实的真菌群落比细菌群落受植被的影响更大相一致. 植物多样性和真菌多样性之间在草甸退化过程中具有交互关系, 这与之前发现两者之间具有互利共生机制相一致[33, 34]. 一方面, 土壤真菌与许多具有营养循环能力的植物互惠共生, 退化过程中这些植物的丧失必然会影响真菌的多样性; 另一方面, 退化过程中土壤真菌多样性和组成的变化, 也会影响有机质的降解, 从而改变了植物对养分的吸收能力[33]. 草地植物多样性对土壤真菌多样性的显著影响具有重要的生态学意义. 即使是草地植物的小个体, 也可能通过提供不同质量的根环境、分泌物、根和叶凋落物而产生互补的地下生态位, 从而可以支持各种生物营养真菌和腐生真菌有更大的多样性[33]. 此外, 真菌与寄主植物的遗传相容性是真菌多样性效应的另一种潜在机制[35].
随着草甸退化程度增加, 土壤真菌群落结构发生了显著的变化, 说明真菌群落结构对亚高山草甸退化较为敏感. 值得注意的是, 在草甸退化过程中, 除了土壤真菌群落α多样性对植物α多样性的变化响应一致以外, 植物β多样性与真菌群落β多样性之间也存在显著相关性(图 8). 这与Prober等[36]的研究结果一致, 即植物多样性可以预测土壤微生物的多样性. 植物-微生物多样性的强耦合表明植物群落组成对五台山退化草甸土壤微生物群落有重要影响. 这一发现证实了以前的结论, 即植物和土壤微生物群落的成员可以相互作用[36]. 土壤微生物是影响植物凋落物分解的关键因素, 而其群落组成在一定程度上又取决于植被的性质[37].
3.3 草甸退化过程中土壤真菌群落结构变化与环境变量的关系土壤微生物作为地上植物群落和地下土壤生态系统的纽带, 直接参与植物凋落物分解、养分循环和根系养分吸收等生态系统过程, 对退化草甸中植物生长、竞争、生态系统功能和稳定性产生重要影响[21]. 草甸退化过程中, 植物和土壤条件等环境变量发生了明显的变化, 不可避免地影响着土壤微生物群落的组成和多样性. 本研究中发现土壤含水量、总氮、植物丰富度和铵态氮是真菌群落组成和结构变化的主要驱动因子. 孙飞达等[38]的研究也发现退化高寒草地土壤微生物群落与含水量密切相关. 水分是影响土壤微生物群落的重要因素[39, 40], 对土壤微生物的生长、活动和生存存在着重要的影响. 降低土壤水分有效性会导致土壤真菌碳利用效率降低, 并最终改变土壤中真菌的生物量和结构[41]. 土壤总氮含量对真菌群落的效应某种程度上是直接的, 也反映了在生态系统中对不同类型菌根真菌(具有不同的氮素和营养循环模式)的招募. 此外, 植被覆盖度和多样性可能会影响土壤真菌群落的多样性和结构, 因为植物群落组成的差异会导致凋落物质量和数量的变化, 从而改变土壤养分的含量和循环过程[42]. Wallenstein等[43]的研究还表明, 植物通过在底物供应中发挥作用(如凋落物、根系周转和渗出物)以及通过改变活跃土壤层中的物理环境来调节微生物群落. 草地退化过程中植物地上和地下生物量的减少, 减少了凋落物和根系碳的输入, 可能会影响微生物基质的有效性, 降低微生物丰度, 抑制土壤微生物活性[44]. 此外, 植物群落组成的变化可以显著影响与植物密切相关的植物病原菌和植物共生微生物[45]. 总之, 亚高山草甸退化引起的土壤养分状况和植物参数的变化可能会导致真菌群落结构和功能的变化, 促使植物和真菌之间的协同进化.
4 结论(1) 五台山亚高山草甸退化过程中土壤真菌群落组成和多样性产生了显著变化. 子囊菌门、担子菌门和接合菌门是亚高山草甸土壤真菌的优势门. LEfSe分析显示不同退化程度草甸中存在不同的真菌差异物种, 中度和重度退化草甸富集了更多的病原真菌.
(2) 土壤真菌群落的α多样性(丰富度指数和香农指数)随着草地退化程度加剧而显著降低. 地上植物群落与地下土壤真菌群落之间的α多样性和β多样性均存在显著相关性.
(3) NMDS和ANOSIM分析结果表明, 不同退化阶段的亚高山草甸土壤真菌群落结构存在显著差异. 土壤含水量、总氮、植物丰富度和铵态氮是真菌群落结构变化的主要驱动因子. 草甸退化过程中土壤理化性质和植物参数均对土壤真菌组成变化产生了重大影响, 且土壤理化性质对真菌组成的影响大于植被参数的影响.
致谢: 感谢山西省五台山国有林管理局和山西臭冷杉省级自然保护区管理局在采样过程的协助与大力支持.
| [1] |
庞晓瑜, 雷静品, 王奥, 等. 亚高山草甸植物群落对气候变化的响应[J]. 西北植物学报, 2016, 36(8): 1678-1686. Pang X Y, Lei J P, Wang A, et al. Response of plant community in subalpine meadow to climate change[J]. Acta Botanica Boreali-Occidentalia Sinica, 2016, 36(8): 1678-1686. |
| [2] |
马丽, 徐满厚, 周华坤, 等. 山西亚高山草甸植被生物量的地理空间分布[J]. 生态学杂志, 2018, 37(8): 2244-2253. Ma L, Xu M H, Zhou H K, et al. Geographical distribution of vegetation biomass of subalpine meadow in Shanxi Province[J]. Chinese Journal of Ecology, 2018, 37(8): 2244-2253. |
| [3] |
章异平, 江源, 刘全儒, 等. 放牧压力下五台山高山、亚高山草甸的退化特征[J]. 资源科学, 2008, 30(10): 1555-1563. Zhang Y P, Jiang Y, Liu Q R, et al. Degradation features of alpine and subaipine meadows under grazing pressure in Mt. Wutai[J]. Resources Science, 2008, 30(10): 1555-1563. DOI:10.3321/j.issn:1007-7588.2008.10.017 |
| [4] | Wang X X, Dong S K, Yang B, et al. The effects of grassland degradation on plant diversity, primary productivity, and soil fertility in the alpine region of Asia's headwaters[J]. Environmental Monitoring and Assessment, 2014, 186(10): 6903-6917. DOI:10.1007/s10661-014-3898-z |
| [5] | Xun W B, Yan R R, Ren Y, et al. Grazing-induced microbiome alterations drive soil organic carbon turnover and productivity in meadow steppe[J]. Microbiome, 2018, 6. DOI:10.1186/s40168-018-0544-y |
| [6] | Wu G L, Ren G H, Dong Q M, et al. Above- and belowground response along degradation gradient in an alpine grassland of the Qinghai-Tibetan Plateau[J]. CLEAN-Soil, Air, Water, 2014, 42(3): 319-323. DOI:10.1002/clen.201200084 |
| [7] | Li X L, Perry G L W, Brierley G, et al. Quantitative assessment of degradation classifications for degraded alpine meadows (Heitutan), Sanjiangyuan, Western China[J]. Land Degradation & Development, 2014, 25(5): 417-427. |
| [8] | Zhou J Z, Ning D L. Stochastic community assembly: does it matter in microbial ecology?[J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2017, 81(4). DOI:10.1128/MMBR.00002-17 |
| [9] | Cheng Z B, Chen Y, Zhang F H. Effect of reclamation of abandoned salinized farmland on soil bacterial communities in arid northwest China[J]. Science of the Total Environment, 2018, 630: 799-808. DOI:10.1016/j.scitotenv.2018.02.259 |
| [10] | Pietri J C A, Brookes P C. Substrate inputs and pH as factors controlling microbial biomass, activity and community structure in an arable soil[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2009, 41(7): 1396-1405. DOI:10.1016/j.soilbio.2009.03.017 |
| [11] |
尹亚丽, 王玉琴, 鲍根生, 等. 退化高寒草甸土壤微生物及酶活性特征[J]. 应用生态学报, 2017, 28(12): 3881-3890. Yin Y L, Wang Y Q, Bao G S, et al. Characteristics of soil microbes and enzyme activities in different degraded alpine meadows[J]. Chinese Journal of Applied Ecology, 2017, 28(12): 3881-3890. |
| [12] | Logares R, Lindström E S, Langenheder S, et al. Biogeography of bacterial communities exposed to progressive long-term environmental change[J]. The ISME Journal, 2013, 7(5): 937-948. DOI:10.1038/ismej.2012.168 |
| [13] | Yang T, Adams J M, Shi Y, et al. Soil fungal diversity in natural grasslands of the Tibetan Plateau: associations with plant diversity and productivity[J]. New Phytologist, 2017, 215: 756-765. DOI:10.1111/nph.14606 |
| [14] |
江源, 章异平, 杨艳刚, 等. 放牧对五台山高山、亚高山草甸植被-土壤系统耦合的影响[J]. 生态学报, 2010, 30(4): 837-846. Jiang Y, Zhang Y P, Yang Y G, et al. Impacts of grazing on the system coupling between vegetation and soil in the alpine and subalpine meadows of Wutai Mountain[J]. Acta Ecologica Sinica, 2010, 30(4): 837-846. |
| [15] |
李雄飞, 刘奋武, 樊文华. 五台山土壤水稳性团聚体有机碳分布特征[J]. 水土保持学报, 2017, 31(4): 159-165, 197. Li X F, Liu F W, Fan W H. Distribution characteristics of organic carbon in soil water-stable aggregates of Wutai Mountain[J]. Journal of Soil and Water Conservation, 2017, 31(4): 159-165, 197. |
| [16] | Wang C T, Long R J, Wang Q L, et al. Changes in plant diversity, biomass and soil C, in alpine meadows at different degradation stages in the headwater region of three rivers, China[J]. Land Degradation & Development, 2009, 20(2): 187-198. |
| [17] | Lampurlanés J, Cantero-Martínez C. Soil bulk density and penetration resistance under different tillage and crop management systems and their relationship with barley root growth[J]. Agronomy Journal, 2003, 95(3): 526-536. DOI:10.2134/agronj2003.5260 |
| [18] | Hu H, Chen X J, Hou F J, et al. Bacterial and fungal community structures in Loess Plateau grasslands with different grazing intensities[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8. DOI:10.3389/fmicb.2017.00606 |
| [19] | Philippot L, Andersson S G E, Battin T J, et al. The ecological coherence of high bacterial taxonomic ranks[J]. Nature Reviews Microbiology, 2010, 8(7): 523-529. DOI:10.1038/nrmicro2367 |
| [20] | Martiny J B H, Jones S E, Lennon J T, et al. Microbiomes in light of traits: a phylogenetic perspective[J]. Science, 2015, 350(6261). DOI:10.1126/science.aac9323 |
| [21] | Li Y M, Wang S P, Jiang L L, et al. Changes of soil microbial community under different degraded gradients of alpine meadow[J]. Agriculture, Ecosystems & Environment, 2016, 222: 213-222. |
| [22] | McGuire K L, Bent E, Borneman J, et al. Functional diversity in resource use by fungi[J]. Ecology, 2010, 91(8): 2324-2332. DOI:10.1890/09-0654.1 |
| [23] |
李海云, 姚拓, 高亚敏, 等. 退化高寒草地土壤真菌群落与土壤环境因子间相互关系[J]. 微生物学报, 2019, 59(4): 678-688. Li Y H, Yao T, Gao Y M, et al. Relationship between soil fungal community and soil environmental factors in degraded alpine grassland[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2019, 59(4): 678-688. |
| [24] | Chen W Q, Wang J Y, Meng Z X, et al. Fertility-related interplay between fungal guilds underlies plant richness-productivity relationships in natural grasslands[J]. New Phytologist, 2020, 226(4): 1129-1143. DOI:10.1111/nph.16390 |
| [25] | Poll C, Brune T, Begerow D, et al. Small-scale diversity and succession of fungi in the detritusphere of rye residues[J]. Microbial Ecology, 2010, 59(1): 130-140. DOI:10.1007/s00248-009-9541-9 |
| [26] |
于占湖. 大型真菌多样性及在森林生态系统中的作用[J]. 中国林副特产, 2007(3): 81-85. Yu Z H. Diversity of large fugus and the role in forest ecosystem[J]. Forest by-Product and Speciality in China, 2007(3): 81-85. |
| [27] | Zhang Y, Schoch C L, Fournier J, et al. Multi-locus phylogeny of Pleosporales: a taxonomic, ecological and evolutionary re-evaluation[J]. Studies in Mycology, 2009, 64: 85-102. DOI:10.3114/sim.2009.64.04 |
| [28] | Weiß M, Sykorová Z, Garnica S, et al. Sebacinales everywhere: previously overlooked ubiquitous fungal endophytes[J]. PLoS One, 2011, 6(2). DOI:10.1371/journal.pone.0016793 |
| [29] | Srivastava S, Kumar R, Gupta G N, et al. First report of Cephaliophora irregularis associated with the deterioration of Jatropha curcas L. seeds[J]. Journal of Mycopathological Research, 2014, 52(1): 153-154. |
| [30] | Luo Z M, Liu J X, Jia T, et al. Soil bacterial community response and nitrogen cycling variations associated with subalpine meadow degradation on the Loess Plateau, China[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2020, 86(9). DOI:10.1128/AEM.00180-20 |
| [31] | Lauber C L, Strickland M S, Bradford M A, et al. The influence of soil properties on the structure of bacterial and fungal communities across land-use types[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2008, 40(9): 2407-2415. DOI:10.1016/j.soilbio.2008.05.021 |
| [32] | Millard P, Singh B K. Does grassland vegetation drive soil microbial diversity?[J]. Nutrient Cycling in Agroecosystems, 2010, 88(2): 147-158. DOI:10.1007/s10705-009-9314-3 |
| [33] | Yang Y, Dou Y X, Huang Y M, et al. Links between soil fungal diversity and plant and soil properties on the Loess Plateau[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8. DOI:10.3389/fmicb.2017.02198 |
| [34] |
孙倩, 吴宏亮, 陈阜, 等. 不同轮作模式下作物根际土壤养分及真菌群落组成特征[J]. 环境科学, 2020, 41(10): 4682-4689. Sun Q, Wu H L, Chen F, et al. Characteristics of soil nutrients and fungal community composition in crop rhizosphere under different rotation patterns[J]. Environmental Science, 2020, 41(10): 4682-4689. |
| [35] | Saikkonen K, Wäli P R, Helander M. Genetic compatibility determines endophyte-grass combinations[J]. PLoS One, 2010, 5(6). DOI:10.1371/journal.pone.0011395 |
| [36] | Prober S M, Leff J W, Bates S T, et al. Plant diversity predicts beta but not alpha diversity of soil microbes across grasslands worldwide[J]. Ecology Letters, 2015, 18(1): 85-95. DOI:10.1111/ele.12381 |
| [37] |
林春英, 李希来, 张玉欣, 等. 黄河源区高寒沼泽湿地土壤微生物群落结构对不同退化的响应[J]. 环境科学, 2021, 42(8): 3971-3984. Lin C Y, Li X L, Zhang Y X, et al. Responses of different degradation stages of alpine wetland on soil microbial community in the Yellow River source zone[J]. Environmental Science, 2021, 42(8): 3971-3984. |
| [38] |
孙飞达, 青烨, 朱灿, 等. 若尔盖高寒退化草地土壤水解酶活性和微生物群落数量特征分析[J]. 干旱区资源与环境, 2016, 30(7): 119-125. Sun F D, Qing Y, Zhu C, et al. Analysis of soil enzyme activities and microbial community characteristics in degraded alpine grassland, Zoige, southwest China[J]. Journal of Arid Land Resources and Environment, 2016, 30(7): 119-125. |
| [39] |
金志薇, 钟文辉, 吴少松, 等. 植被退化对滇西北高寒草地土壤微生物群落的影响[J]. 微生物学报, 2018, 58(12): 2174-2185. Jin Z W, Zhong W H, Wu S S, et al. Effect of vegetation degradation on microbial communities in alpine grassland soils in Northwest Yunnan[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2018, 58(12): 2174-2185. |
| [40] |
贾彤, 姚玉珊, 王瑞宏. 铜尾矿白羊草叶际和根际细菌群落特征[J]. 环境科学, 2020, 41(12): 5628-5635. Jia T, Yao Y S, Wang R H. Characteristics of phyllosphere and rhizosphere bacterial communities in Bothriochloa ischaemum in copper tailings[J]. Environmental Science, 2020, 41(12): 5628-5635. |
| [41] | Fay P A, Blair J M, Smith M D, et al. Relative effects of precipitation variability and warming on grassland ecosystem function[J]. Biogeosciences Discussions, 2011, 8(4): 6859-6900. |
| [42] | Miki T, Ushio M, Fukui S, et al. Functional diversity of microbial decomposers facilitates plant coexistence in a plant-microbe-soil feedback model[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2010, 107(32): 14251-14256. |
| [43] | Wallenstein M D, McMahon S, Schimel J. Bacterial and fungal community structure in Arctic tundra tussock and shrub soils[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2007, 59(2): 428-435. |
| [44] | Fanin N, Bertrand I. Aboveground litter quality is a better predictor than belowground microbial communities when estimating carbon mineralization along a land-use gradient[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2016, 94: 48-60. |
| [45] | Lamb E G, Kennedy N, Siciliano S D. Effects of plant species richness and evenness on soil microbial community diversity and function[J]. Plant and Soil, 2011, 338(1-2): 483-495. |