2019, Vol. 40
2. 仲恺农业工程学院环境科学与工程学院, 广州 510225;
3. 农业部南方植物营养与肥料重点实验室, 广州 510640;
4. 广东省养分资源循环利用与耕地保育重点实验室, 广州 510640;
5. 广东省兴宁市合水镇人民政府生态发展服务中心, 合水 514546
, WANG Yan-hong1,3,4 , TANG Ming-deng1,3,4 , WU Bin-fang1,3,4 , LI Lin-feng1,3,4 , AI Shao-ying1,3,4
, LING Zhi-xiang5
2. College of Environmental Science and Engineering, Zhongkai University of Agriculture and Engineering, Guangzhou 510225, China;
3. Key Laboratory of Plant Nutrition and Fertilizer in South Region, Ministry of Agriculture, Guangzhou 510640, China;
4. Guangdong Key Laboratory of Nutrient Cycling and Farmland Conservation, Guangzhou 510640, China;
5. Ecological Development Service Center, People's Government of Heshui Town, Xingning City, Guangdong Province, Heshui 514546, China
稻田镉(Cd)污染治理是我国目前农田重金属污染治理的重点和难点.一方面, 水稻是我国最重要的粮食作物, 其种植面积占中国谷物播种面积的26.6%, 稻谷总产占粮食总产的43.6%[1].然而, 20世纪90年代以来, 随着工业化和城市化的快速发展, 我国农业主产区农田重金属累积趋势明显, 农田Cd污染已成为普遍存在的农业环境问题[2].根据文献[3]显示, 我国耕地Cd污染点位超标率高达7.0%, 在所有重金属(Cd、Hg、As、Cu、Pb、Cr、Zn和Ni)中排第一.土壤Cd污染时常会导致稻米中Cd的累积, 稻米食用占我国人群Cd摄入量的56%[4].因此, 如何减轻或消除稻田Cd污染以维持稻田正常生产能力、保证粮食安全和人类健康, 是我国当前迫切需要加以研究和解决的重大科学问题.另一方面, 对于稻田Cd污染治理, 目前主要包括物理、化学及生物技术[5, 6].由于土壤Cd污染的隐蔽性、累积性和长期性, 以及Cd在水稻中的累积受其自身形态[7~9]、作物品种及生育期[10, 11]等多种因素影响, 我国大面积稻田Cd污染治理技术难度大, 并且国内外至今都仍缺乏成熟且能被大面积推广应用的修复技术[12, 13].所以, 突破国内外现有理论及技术模式, 研发农民、政府及生态环境可接受, 且易于大面积推广的技术及产品, 是我国目前稻田Cd污染治理中的难点.
在土壤-水稻系统中, Cd从根际土壤迁移到根表的过程是决定Cd活性(或生物有效性, 下同)的关键[14].目前, 国内外关于Cd在土壤-水稻系统中运移的机制研究较多, 基本明确了影响Cd活性的一些生物地球化学过程[15].其中, 铁(Fe)循环(本文指铁的氧化还原过程, 下同)对Cd在土壤-水稻系统中的运移发挥着极其重要的作用[16, 17].首先, Fe(Ⅲ)被还原为Fe(Ⅱ)的过程消耗质子, 土壤固相表面因pH值升高而增多对Cd的吸附位点, Cd在土壤固相表面的吸附量增大导致Cd从土壤向根表迁移受到制约[18].其次, 在淹水还原条件下, 铁硫化物形成及其与Cd共沉淀会降低Cd的活性; 在排水烤田的过程中, 铁硫化物氧化对Cd的释放又会提高成熟期Cd在稻米中的累积量[19].第三, Cd在根表铁膜中发生吸附或共沉淀会增大或减小Cd的活性, 以及水稻对Cd的吸收及转运[20~22].因此, 从铁循环调控入手, 研发阻控稻米Cd累积的钝化技术及产品, 势必能为农田重金属污染治理提供新的解决途径[12].
为此, 本文选择自主研发的改良剂作为研究对象, 通过野外田间试验, 分析改良剂对Cd从根际土壤向根表铁膜迁移及在水稻不同组织器官间转运的影响, 探索铁循环影响Cd在根际土壤-水稻系统中运移的机制, 以期为后期改良剂的研发及应用提供理论依据, 并为解决稻田重金属污染治理难题提供重要的借鉴.
1 材料与方法 1.1 试验时间及地点试验时间：2018年3月至2018年7月.
试验地点：广东省兴宁市中官村水稻田(24°18′N, 115°45′E).试验前土壤理化性质为：pH值5.4;有机质22.6g ·kg-1; 阳离子交换量(CEC)6.9 cmol ·kg-1; 质地:砂粒(2~0.02 mm)64.2%、粉粒(0.02~0.002 mm)20.4%和黏粒(< 0.002 mm)15.4%;乙酸铵浸提态Cd(NH4Ac-Cd, 下同) 0.4mg ·kg-1; 总Fe 9.1g ·kg-1; 总Cd 1.2mg ·kg-1.根据《土壤环境质量农用地土壤污染风险管控标准(试行)》(GB 15618-2018), 土壤中总Cd的含量超出污染风险筛选值(水田, pH≤5.5, 0.3mg ·kg-1), 但低于污染风险管制值(水田, pH≤5.5, 1.5mg ·kg-1), 说明可能存在稻米不符合质量安全标准的土壤污染风险, 原则上应当采取农艺调控、替代种植等安全利用措施.
1.2 供试材料水稻品种：当地主推品种, 五优1179.
改良剂：自主研发产品, 主要成分为硅酸钙、熟石灰、硫酸钾和无水硫酸镁[23].其pH值12.8;总Cd含量0.1mg ·kg-1, 低于《肥料中砷、镉、铅、铬、汞生态指标》(GB/T 23349-2009)中Cd的限量值(≤0.001%).
1.3 田间试验设计田间试验：在试验开始前, 利用旋耕机对试验区域均匀耙田.随后, 在试验区域内划定6个试验小区, 每个小区的面积为20 m2(长5.0 m, 宽4.0 m).各小区之间用田基(宽0.3 m, 高0.3 m)隔离, 并用黑色塑料薄膜将其铺盖至田面以下0.3 m.每个小区实行单排单灌, 进、排水渠的宽度均为0.5 m.其它区域设置保护行.在6个小区中随机选择3个小区, 采用人工撒施的方式对其进行改良剂处理(T), 改良剂用量为2 250 kg ·hm-2; 剩下的3个小区作为试验对照(CK).待改良剂撒施完毕后, 随即进行人工耙田, 确保改良剂与表层土壤(0~20.0 cm)混合均匀.最后, 将6个试验小区持续淹水(淹水层高出田面约5.0 cm)、闲置3 d后进行秧苗移栽(25株·m-2, 秧苗3棵·株-1).
常规管理：按照当地水稻种植管理习惯进行除草、施肥、防病虫害及灌溉等田间管理.在水稻生长期间, 喷施除草剂(苄·丁, 浙江天丰生物科学有限公司生产)1次, 喷施农药(杀虫双, 安徽华星化工股份有限公司生产; 敌敌畏, 湖北沙隆达股份有限公司生产)2次; 施肥[掺混肥料, (N+P2O5+K2O)≥35%, 南通正联肥料有限公司生产]2次, 分别于秧苗移栽后第7 d和第20 d, 每次用量均为500kg ·hm-2.水分管理具体为：在分蘖初期、拔节期和灌浆期, 各小区均处于淹水状态, 淹水层高出田面约5.0 cm; 在分蘖末期, 各小区仍处于淹水状态, 淹水层高出田面约1.0 cm; 在成熟期, 对每个小区进行排水烤田, 无明显的淹水层.
1.4 样品采集及测定方法试验前土壤样品的采集与测定：在试验开始前, 待旋耕机对试验区域耙田均匀后, 采用土钻在对角线上采集3个表层土壤样品(0~20.0 cm), 带回实验室进行自然风干、研磨处理后对其进行理化性质的测定[24].其中, 总Cd的消解与分析测定用国家土壤成分分析标准物质GBW07XXX(GSS-31)(地球物理地球化学勘查研究所IGGE生产)进行质量控制, 标样中总Cd的回收率为102.7%.
根际土壤及植株样品的采集与测定：分别于分蘖期、拔节期、灌浆期和成熟期, 在每个小区内用木铲随机连根挖出3株水稻, 立即收集根际土壤及植株样品[25].对于根际土壤样品, 分别用30 mL塑料离心管盛装, 并置于-20℃车载冰箱中临时保存; 在24 h内将其带回实验室, 再转至于-80℃超低温冷藏箱(ULT1386-3-V, 美国Thermo Scientific Barnstead公司)中保存3 d; 然后, 在-50℃条件下将样品进行真空冷冻干燥处理; 针对真空冻干后的土壤样品, 采用1.0mol ·L-1 NH4Ac溶液(pH 7.0)浸提Cd[26], 用原子吸收光谱仪(AAS, 美国PE AA800)测定浸提液中Cd的含量(用NH4Ac-Cd表示, 下同); 采用0.5mol ·L-1 HCl溶液浸提Fe(Ⅱ), 用比色法测定浸提液中Fe(Ⅱ)的含量[用HCl-Fe(Ⅱ)表示, 下同][27].对于植株样品, 用塑料采样袋装好密封后, 在24 h内带回实验室, 将根系、茎叶、谷壳(仅限于成熟期)和糙米(仅限于成熟期)分开, 用去离子水洗净后再用吸水纸吸干表面水分; 采用DCB(dithionite-citrate-bicarbonate)法对根系鲜样进行根表铁膜中Fe和Cd的浸提[28](其含量分别用DCB-Fe和DCB-Cd表示, 下同), 将浸提完毕的根系在105℃条件下烘干后备用; 将茎叶在105℃条件下杀青30 min, 然后在75℃条件下烘干至恒重后备用; 采用小型脱壳机将水稻谷粒脱壳, 分别收集谷壳和糙米后备用; 用小型粉碎机将根系、茎叶、谷壳及糙米进行粉碎, 然后对其进行消解[13], 利用石墨炉原子吸收光谱仪(PE AA600)测定消解液中Cd的含量, 同时用国家成分分析标准物质GBW10048(GSB-26)(地球物理地球化学勘查研究所IGGE生产)对整个消解过程和分析测定过程进行质量控制, 标样中总Cd的回收率为98.4%.
1.5 数据处理采用Excel 2010进行数据整理及表格制作.采用SPSS 17.0进行T检验(Paired-Samples T Test)、单因素方差分析(One-way ANOVA)、以及相关性分析(Bivariate Correlations), 显著性检验采用Duncan法.采用OriginPro 8.1作图.
2 结果与分析 2.1 根际土壤中NH4Ac-Cd和HCl-Fe(Ⅱ)的含量由图 1可知, 改良剂施用并没有改变根际土壤中NH4Ac-Cd和HCl-Fe(Ⅱ)含量的变化态势.然而, 与CK相比, 改良剂施用显著减小了分蘖期、拔节期和灌浆期NH4Ac-Cd的含量、增大了成熟期NH4Ac-Cd的含量[图 1(a)]; 与此相反, 改良剂施用显著增大了分蘖期、拔节期和灌浆期HCl-Fe(Ⅱ)的含量、减小了成熟期HCl-Fe(Ⅱ)的含量[图 1(b)].
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不同小写字母表示同一生育期不同处理间差异显著(P < 0.05), 不同大写字母表示同一处理不同生育期间差异显著(P < 0.05), 下同 图 1 不同生育期根际土壤中NH4Ac-Cd和HCl-Fe(Ⅱ)的含量 Fig. 1 Content of NH4Ac-Cd and HCl-Fe(Ⅱ) in rhizosphere soils at different growth stages |
尽管改良剂施用没有改变根表铁膜中DCB-Cd和DCB-Fe含量的变化态势, 但是, 与CK相比, 改良剂施用显著减小分蘖期和灌浆期根表铁膜中DCB-Cd的含量、而对拔节期和成熟期根表铁膜中DCB-Cd的含量影响不大[图 2(a)], 显著减小了各生育期根表铁膜中DCB-Fe的含量[图 2(b)].
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图 2 不同生育期根表铁膜中DCB-Cd和DCB-Fe的含量 Fig. 2 Content of Cd and Fe in Fe plaques at different growth stages |
随水稻生长, 两处理根系和茎叶中Cd的含量均呈增大态势(图 3).并且, 改良剂施用没有显著影响分蘖期根系中Cd的含量, 但显著增大了拔节期、灌浆期和成熟期根系中Cd的含量[图 3(a)]; 没有显著影响分蘖期和拔节期茎叶中Cd的含量, 但显著减小了灌浆期茎叶中Cd的含量、显著增大了成熟期茎叶中Cd的含量[图 3(b)].在成熟期, 改良剂施用显著增大了谷壳中Cd的含量, 但对糙米中Cd的含量影响不明显(图 4); 并且, CK[(0.3±0.02)mg ·kg-1]和T[(0.3±0.02)mg ·kg-1]的糙米中Cd的含量均超过国家《食品安全国家标准食品中污染物限量》(GB 2762-2017)中Cd的限量值(0.2mg ·kg-1, P < 0.05).
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图 3 不同生育期根系和茎叶中Cd的含量 Fig. 3 Content of Cd in roots and straws at different growth stages |
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图 4 成熟期谷壳和糙米中Cd的含量 Fig. 4 Content of Cd in husk and rice grains at the maturing stage |
为便于分析, 本研究对Cd在水稻不同组织器官中的分布比例(即Cd在某组织器官中的含量占根系、茎叶、谷壳和糙米中Cd含量之和的质量分数)进行了计算.结果表明, 改良剂施用对分蘖期Cd在根系和茎叶中的分布比例影响不显著, 但显著增大了拔节期、灌浆期和成熟期Cd在根系的分布比例[图 5(a)], 显著减小了拔节期、灌浆期和成熟期Cd在茎叶的分布比例[图 5(b)].并且, 在成熟期, 尽管改良剂施用没有显著影响Cd在谷壳中的分布比例, 但是显著减小了Cd在糙米中的分布比例[图 5(c)].
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图 5 不同生育期Cd在水稻不同组织器官中的分布比例 Fig. 5 Distribution proportion of Cd in different tissues at different growth stages |
通过乙酸铵溶液(pH 7.00)浸提的Cd的量代表着土壤中容易被植物吸收利用的Cd量[26].这部分Cd主要以水溶态和可交换态存在, 其含量的大小能在一定程度上反映Cd在土壤中的活性, 即能被植物吸收利用的难易程度[7].在本研究中, 改良剂施用显著降低了分蘖期、拔节期和灌浆期根际土壤中Cd的活性, 而显著地增大了成熟期根际土壤中Cd的活性[图 1(a)].相关分析的结果表明, 从分蘖期到灌浆期, T的根际土壤中NH4Ac-Cd的含量与HCl-Fe(Ⅱ)的含量呈极显著负相关关系(皮尔森相关系数为-0.900, P < 0.01, n=9).这一结果说明, 根际土壤中Cd的活性变化很可能受Fe(Ⅱ)影响.从分蘖期到灌浆期, 改良剂施用尽管显著增大了根际土壤中HCl-Fe(Ⅱ)的含量[图 1(b)], 但显著地减小了根表铁膜中DCB-Fe的含量[图 2(b)].以往的研究表明, 根际土壤中Fe(Ⅱ)的含量越大, 则根表铁膜中DCB-Fe的含量可能越多, 主要原因在于更多的Fe(Ⅱ)从根际土壤迁移到根表后以Fe(Ⅱ)和Fe(Ⅲ)的形式沉积在根表[29, 30], 促进了根表铁膜的形成.可见, 在本次研究中, 改良剂施用明显减弱了分蘖期、拔节期和灌浆期Fe(Ⅱ)从根际土壤向根表迁移的能力.尽管改良剂施用显著增大了分蘖期、拔节期和灌浆期根际土壤的pH值, 但从分蘖期到灌浆期, 根际土壤pH值与HCl-Fe(Ⅱ)的含量并无相关关系(结果未报道).所以, pH值提高致使土壤表面对Fe(Ⅱ)的吸附量增大[17]不可能是导致分蘖期、拔节期和灌浆期Fe(Ⅱ)从根际土壤向根表迁移的能力下降的主要原因.考虑到硫酸根为所施用的改良剂的主要组成成分(见1.2节), 本研究将分蘖期、拔节期和灌浆期Fe(Ⅱ)从根际土壤向根表迁移能力的下降归结为铁硫化物的形成[17].铁硫化物在成熟期排水烤田的过程中被氧化, 导致T的根际土壤中HCl-Fe(Ⅱ)[图 1(b)]和根表铁膜中DCB-Fe[图 2(b)]的含量均显著地低于CK.由于铁硫化物与Cd共沉淀[19], 导致T的根际土壤中NH4Ac-Cd的含量分别在分蘖期、拔节期和灌浆期均显著地低于CK[图 1(a)]; 在成熟期, 铁硫化物的氧化对Cd的释放, 则导致了T的根际土壤中NH4Ac-Cd的含量显著地高于CK[图 1(a)].这种难溶性铁硫化物的产生及其与Cd共沉淀常常是酸性水稻土在淹水条件下Cd活性较低的重要原因, 然而, 到目前为止, 这种Cd与铁硫化物形成共沉淀的可能性在实际田间污染土壤中还没有被证实[19], 后期将对此开展进一步研究以获得铁硫化物形成的直接证据.此外, 从分蘖期到灌浆期, T的根际土壤的pH值与NH4Ac-Cd的含量无相关关系(结果未报道).因此, 改良剂施用对根际土壤pH值的影响, 不可能是导致分蘖期、拔节期和灌浆期根际土壤中NH4Ac-Cd的含量减小的主要原因.值得一提的是, 在T处理中, 因为NH4Ac-Cd的含量相对于HCl-Fe(Ⅱ)的含量要低至少2个数量级, 所以纯硫化镉(CdS)产生的可能性较小[31].另外, 从分蘖期到灌浆期, T的根际土壤中NH4Ac-Cd的含量与根表铁膜中DCB-Cd的含量呈极显著正相关关系(皮尔森相关系数为0.954, P < 0.01, n=9), 这说明, 改良剂施用对根际土壤中NH4Ac-Cd的含量的影响, 势必影响Cd从根际土壤向根表铁膜的迁移.在分蘖期和灌浆期, 由于T的根际土壤中Cd的活性显著低于CK[图 1(a)], Cd从根际土壤向根表迁移的能力减弱, 所以导致T的根表铁膜中DCB-Cd的含量显著低于CK[图 2(a)]. T的根表铁膜中DCB-Cd在拔节期和成熟期的含量与CK无显著差异, 其原因除了与根际土壤中Cd的活性有关以外, 还可能与不同生育期水稻根系对Cd的吸收能力有关, 这需要在后期开展进一步的研究予以证实.
3.2 改良剂对Cd在水稻不同组织器官间转运的影响根部吸收是Cd进入水稻的关键途径[14].并且, 增加Cd在根部的累积量, 势必能阻控Cd从根系向茎、叶、谷壳及糙米等组织器官的转运[5, 22].在本次研究中, 相对于CK而言, 改良剂施用尽管没有显著减少糙米中Cd的含量(图 4), 但是显著增大了Cd在根系中的分布比例[图 5(a)]、而减小了Cd在糙米中的分布比例[图 5(c)].为了进一步阐明这一结果, 本研究对水稻各部位对Cd的转运能力进行了评估.本研究发现, 改良剂施用显著减小了拔节期、灌浆期和成熟期Cd从根系向茎叶的转运系数, 以及成熟期Cd从根系向糙米的转运系数; 尽管增大了Cd从茎叶到谷壳的转运系数, 但是减小了Cd从谷壳到糙米的转运系数(表 1和表 2).一般而言, 转运系数越大, 说明该部位对Cd的转运能力越强[32].由此可以判断, 在本研究中, 改良剂的施用, 有效减弱了根系对Cd的转运能力, 从而显著增大了拔节期、灌浆期和成熟期Cd在根系的累积量[图 3(a)]及分布比例[图 5(a)], 阻控了Cd从根系向茎叶及糙米的转运, 减少了拔节期、灌浆期和成熟期Cd在茎叶[图 5(b)]、以及成熟期Cd在糙米[图 5(c)]中的分布.
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表 1 不同生育期各处理下水稻各组织器官间Cd的转运系数1) Table 1 Translation factors of Cd in different rice tissues of CK and T at different growth stages |
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表 2 成熟期各处理下水稻各组织器官间Cd的转运系数 Table 2 Translation factors of Cd in different rice tissues of CK and T at the maturing stage |
3.3 铁对Cd在根际土壤-水稻系统中运移的影响
由3.1节的论述可知, Fe(Ⅱ)在调控根际环境中Cd的活性方面起着重要作用：一方面, 铁硫化物形成及其与Cd共沉淀降低了分蘖期、拔节期和灌浆期根际土壤中Cd的活性, 铁硫化物氧化对Cd的释放则升高了成熟期根际土壤中Cd的活性; 另一方面, 铁硫化物形成致使Fe(Ⅱ)从根际土壤向根表的移动能力减弱, 铁膜中DCB-Fe的含量减小, 铁膜对Cd的吸附能力随之减弱, 导致分蘖期和灌浆期铁膜中DCB-Cd的含量减小.此外, 3.2节的论述也表明, Cd在根系的累积对Cd在水稻不同组织器官中的转运起着关键作用：根系对Cd的转运能力因改良剂的施用减弱, Cd在根系的累积量增大及其从根系向糙米的转运受到阻控, 致使Cd在糙米中的分布比例显著减小.相关分析的结果表明, Cd在根系中的累积量与NH4Ac-Cd的含量(皮尔森相关系数为0.606, P < 0.05, n=12)、根表铁膜中DCB-Cd的含量(皮尔森相关系数为0.759, P < 0.01, n=12)、HCl-Fe(Ⅱ)的含量(皮尔森相关系数为-0.617, P < 0.05, n=12)及根表铁膜中DCB-Fe的含量(皮尔森相关系数为-0.577, P < 0.05, n=12)均密切相关.因此, 综合3.1节和3.2节的论述, 本研究可以初步判断, 铁对根际环境中Cd活性的调控, 深刻地影响着水稻对Cd的吸收及其在不同组织器官中的转运.铁是水稻土中最为重要的氧化还原活性元素, 在土壤物质循环过程中发挥着重要的作用[33].以往的诸多研究已经表明, 铁氧化还原过程所导致的一系列物理、化学和生物方面的变化都可能直接或间接地影响Cd在土壤中的吸附与解吸、沉淀(包括共沉淀)与溶解、以及配位与螯合, 进而调控着Cd在土壤中的活性变化[15].最近的研究也发现, 水稻土中无定形铁和游离态铁的含量均与糙米中Cd的含量呈极显著负相关关系, HCl-Fe(Ⅱ)的含量与糙米中Cd的含量呈显著正相关关系[18].因此, 在今后土壤改良剂的研发过程中, 具体针对土壤铁循环调控技术进行深入探究, 势必能为农田重金属污染治理提供新思路, 对解决我国稻田重金属污染治理难题具有重大意义[12].
值得强调的是, 通过本次田间试验, 改良剂施用并没有显著降低糙米中Cd的含量(见2.3节), 但显著增大了成熟期Cd在根系中的分布而减小了Cd在糙米中的分布(见2.4节), 也即阻控了Cd从根系向糙米的转运(见3.2节).由此可见, 在本次试验条件下, 改良剂施用尽管没有显著降低糙米中Cd的含量, 但是在Cd从根系向糙米转运的过程中发挥了明显的阻控效应.这一探索性的研究成果将为改良剂的后期应用及修复技术研发提供重要的参考.在后期的研究中, 将通过调整改良剂用量或者联合农艺措施(如水分管理等), 进一步深入研究改良剂对Cd的阻控效应, 研发Cd污染稻田修复技术以降低糙米中Cd的含量, 实现Cd污染稻田安全生产.
4 结论(1) 改良剂的施用, 降低分蘖期、拔节期和灌浆期根际土壤中Cd的活性, 提高成熟期根际土壤中Cd的活性; 促进拔节期、灌浆期和成熟期Cd在根系的累积, 进而阻控成熟期Cd从根系向茎叶及糙米的转运.
(2) 铁对根际环境中Cd活性的调控, 深刻地影响着水稻对Cd的吸收及其在不同组织器官中的转运.
致谢: 本研究得到广东省广州市仲恺农业工程学院环境科学与工程学院刁增辉教授及何东坡、王佳逢和曾宪航三位实习生的支持和协助, 在此表示感谢.| [1] |
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