2018, Vol. 39
2. 重庆大学三峡库区生态环境教育部重点实验室, 重庆 400045
2. Key Laboratory of Three Gorges Reservoir Region's Eco-Environment, Ministry of Education, Chongqing University, Chongqing 400045, China
近年来, 城市生活污水呈现出低碳氮比的趋势, 给污水处理厂的正常运行和达标排放带来一系列的问题.如大量外碳源的投加和高的回流比造成去除单位污染物的能耗高、低有机负荷和低溶解氧条件下污泥的膨胀以及脱氮效率差等问题.为了提高低碳源污水的脱氮效率, 研究人员采取了各种措施, 包括改进传统工艺以充分利用现有碳源, 如取消初沉池、采用分段进水工艺、侧流污泥水解技术和前置反硝化等[1~3], 或开发新理论[4, 5]和新工艺[6~9]来降低生物反硝化对碳源的需求量, 如短程硝化反硝化和厌氧氨氧化理论、Sharon-ANAMMOX、Canon和Oland工艺等.但是, 这些措施在解决了低碳源问题的同时又引入了新的问题.例如, 初沉池的取消虽然避免了进水中有机碳源的无效损耗, 但是系统中泥砂的淤积对污泥的活性以及系统的运行带来严重的影响; 分段进水工艺在结构设置和运行参数等方面的复杂性, 使得该工艺的运行和优化一直是一个难题; Sharon和Oland工艺的运行条件如限制性溶解氧、高温、高氨氮浓度限制了工艺的发展和应用; 厌氧氨氧化菌的纯培养很困难, 并且由于此种菌的世代时间长, 对环境要求苛刻等很难达到工程应用的要求.鉴于此, 本研究提出了一种新型的混凝沉淀/后置固相反硝化滤池工艺用于低碳源污水的脱氮处理.该工艺的优点在于：强化了一级生化处理, 既缓解了进水悬浮颗粒(SS)对后续生物滤池单元的堵塞的问题, 同时也缓解了进水中有机物对硝化滤池中硝化作用的抑制; 采用固体碳源代替传统的填料和液体碳源.和液体碳源相比, 固体碳源的优势在于, 其本身在水体中不溶解, 只有在微生物酶的作用下才能被降解.因此, 固体碳源不仅可以避免液体碳源在有氧条件下的无效消耗, 连续稳定地为生物反硝化提供有机碳源, 同时也可以避免液体碳源投加过量引起出水有机物超标的问题.并且, 前期的研究表明固体碳源具有很高的机械强度和非常长的时候使用寿命(质量损失为0.05%·d-1), 可使反硝化滤池保持长期稳定的反硝化效果.另外, 固体碳源填料的来源广泛, 使用可生物降解聚合物(如, 聚己内酯, 聚乳酸, 热塑性淀粉等)作为生产原料的一次性用品, 如塑料盘子、刀叉等使用后作为废弃物回收, 经过简单机械加工就可以直接用作固体碳源填料.
本课题组前期研究了工艺的启动情况及运行参数对工艺脱氮效果的影响.在此基础上, 本研究采用聚合酶链式反应-变性梯度凝胶电泳(PCR-DGGE)技术, 探讨了最佳工况条件下工艺中生物滤池沿程微生物群落结构的变化规律, 并对相应的脱氮功能菌进行了鉴定, 以期为工艺优化与反应机制的研究提供分子生态学依据.
1 材料与方法 1.1 试验材料聚己内酯(PCL)和黏土陶粒分别由深圳光华伟业实业有限公司和江西萍乡三河陶瓷有限公司提供, 两种填料的理化性质如表 1所示.
|
表 1 黏土陶粒和聚己内酯的理化性质 Table 1 Physicochemical properties of clay ceramsite and PCL |
试验用水取自重庆大学B区学生宿舍的生活污水, 试验期间的水质为：ρ(化学需氧量) 148~185 mg·L-1, ρ(氨氮) 26.7~56.8 mg·L-1, ρ(总氮) 28.6~70.2 mg·L-1, ρ(悬浮固体) 140.0~152.5 mg·L-1.在试验过程中, 为了保持进水水质的稳定, 通过稀释或投加乙酸钠, 氯化铵和磷酸氢二钾的方式来控制进水中化学需氧量、氨氮和磷酸盐的浓度.
硝化滤池和反硝化滤池的接种污泥分别取自重庆市永川污水处理厂A2/O工艺中好氧池和缺氧池, 污泥浓度分别为4.2 g·L-1和5.6 g·L-1.
1.2 试验装置后置固相反硝化滤池工艺主要由混凝沉淀池, 硝化滤池和固相反硝化滤池组成, 滤池主体采用有机玻璃制作, 其结构如图 1所示.其中混凝池和沉淀池的体积均为10 L, 沉淀池出口处设1个取样口(C); 曝气生物滤池的滤柱高度为175 cm, 内径为8 cm, 滤柱内填充的滤料为黏土陶粒, 填充高度为87 cm, 从承托层顶部到填料顶部共设4个取样口(B1、B2、B3和B4);固相反硝化滤池的滤柱高度为130 cm, 内径为8 cm, 滤柱内填充的滤料为聚己内酯, 填充的高度为27 cm, 从承托层顶部到填料顶部共设3个取样口(D1、D2和D3).曝气生物滤池和固相反硝化滤池的有效体积(液体体积)分别为4.0 L和3.2 L.工艺进水流量通过蠕动泵(BT-1002J)控制.曝气生物滤池由空压机供气, 进气量通过气体流量计和阀门控制.温度控制仪严格控制进水水温和滤池内的温度.
|
图 1 试验装置示意 Fig. 1 Schematic diagram of the experimental device |
工艺在前期研究获得的最佳工况条件下连续运行, 具体的运行参数为：混凝池快搅2 min, 慢搅12 min, 沉淀池静置15 min, 硝化滤池进水碳氮比为3:1, 气水比为4:1, 温度维持在28℃±1℃, 硝化滤池和固相反硝化滤池的HRT分别为3.5和1.5 h.反冲洗周期为16 d左右, 采用气、水联合反冲洗, 反冲洗时间为15 min.最佳工况条件下, 各取样点的出水水质见表 2.在系统稳定运行时, 从不同取样点取生长有生物膜的陶粒和固体碳源填料, 利用超声波将填料上的生物膜剥离, 去掉填料, 离心后弃掉上清液, 沉淀物即生物膜样品, -20℃保存.另取具有完整生物膜的陶粒和固体碳源填料, 经固定、脱水和临界点干燥处理后在环境扫描电镜(Quanta 200 FEG, Holland)下观察微生物的微观形态.
|
|
表 2 各取样点的出水水质 Table 2 Qualities of effluent collected from the different sampling points |
1.4 DNA的提取和PCR扩增
采用FastDNATMSPIN Kit For Soil提取样品基因组DNA.以样品基因组DNA为模板, 采用细菌通用引物GC-338F和518R扩增样品16S rDNA高变区序列. PCR扩增体系(50 μL)为：10×PCR buffer 5 μL; dNTP(2.5 mmol·L-1)3.2 μL; rTaq(5 U·μL-1)0.4 μL; GC-338F(20 mmol·L-1)1 μL; 518R(20 mmol·L-1)1 μL; 模板DNA 50 ng; 补ddH2O至50 μL.
PCR扩增程序为：94℃预变性5 min; 94℃变性1 min, 55℃复性45 s, 72℃延伸1 min, 30个循环; 最终72℃延伸10 min. PCR产物采用OMEGA公司DNA Gel Extraction Kit纯化回收.
PCR仪为Biometra公司生产的T-gradient, 凝胶成像仪为Bio-Rad公司的Gel-Doc2000凝胶成像系统.
1.5 PCR产物的变性梯度凝胶电泳(DGGE)分析取10 μL PCR的产物进行变性梯度凝胶电泳(DGGE)分析.采用变性梯度为35%~55%、浓度为7%的聚丙烯酰胺凝胶在1×TAE缓冲液中150V 60℃下电泳5 h.
变性梯度凝胶电泳(DGGE)完毕后、采用银染法染色、步骤如下：固定液(乙醇50 mL、冰醋酸2.5 mL、定容500 mL)固定15 min; Milli-Q纯水清洗、20 s和2 min各一次; 银染液(硝酸银1 g、37%甲醛0.75 mL、定容500 mL)染色15 min; Milli-Q纯水清洗、20 s和2 min各一次; 显色液(氢氧化钠7.5 g、37%甲醛2.5 mL、定容500 mL)显色5~7 min; 最后用终止液(乙醇50 mL、冰醋酸2.5 mL、定容500 mL)终止反应.染色结束后在Gel-Doc2000(Bio-Rad, USA)凝胶成像系统上拍照.
1.6 DGGE图谱中优势条带的回收与测序用灭菌的手术刀切下待回收DGGE条带, 采用OMEGA公司Poly-Gel DNA Extraction Kit回收目的条带.
以2 μL回收产物为模板, 338F/518R为引物进行PCR扩增.PCR扩增体系(50 μL)为：10×PCR buffer 5 μL; dNTP(2.5 mmol·L-1)3.2 μL; rTaq(5 U·μL-1)0.4 μL; 338F(20 mmol·L-1)1 μL; 518R(20 mmol·L-1)1 μL; 模板DNA 1 μL; 补ddH2O至50 μL. PCR扩增程序为：94℃预变性4 min; 94℃变性30 s, 55℃复性30 s, 72℃延伸30 s, 30个循环; 最后, 72℃延伸10 min.
将重新扩增的DNA片段切胶回收、纯化后, 连接到Pmd18-T载体上, 并转化至DH5α感受态细胞中, 筛选阳性克隆, 菌液采用测序仪(ABI 3730, 美国)对插入的细菌16S rDNA片段进行序列测定.
1.7 数据分析细菌多样性指数是研究群落物种数和个体数以及均匀度的综合指标.根据电泳图谱中样品条带数目及每个条带的强度(灰度), 对各样品中细菌香农-威尔多样性指数(H)、均匀度指数(E)和丰度(S)等指标进行分析. DGGE图谱采用Quantity one软件对每个样品的电泳条带数目、条带密度进行数字化分析, 香农-威尔多样性指数(H)、均匀度指数(E)和丰度(S)等指标被用来比较不同样品的多样性情况.其算法如式(1)和(2)：
|
(1) |
|
(2) |
式中, pi为样品中单一条带的强度在该样品所有条带总强度中所占的比率, N为DGGE图谱单一泳道上所有条带的丰度, Ni为第i条带的丰度; S是某样品中所有条带数目总和.
测序结果采用DNAstar和Cluster软件进行序列分析, 下载最相似的菌株序列作为系统发育树的参考序列.然后采用MEGA软件, Neighbor-joining法构建系统发育树, 自展数(bootstrap)为1000.
2 结果与讨论 2.1 DGGE图谱分析生物滤池沿程生物膜样品16S rDNA PCR产物的变性梯度凝胶电泳(DGGE)分析结果如图 2.电泳上不同位置的条带对应不同的细菌种类, 条带越多, 说明样品中细菌种类多样性越强; 条带信号越亮, 表示该条带对应的细菌数量越多, 为当前条件下的优势菌群[10, 11].
|
(a1)和(a2)硝化滤池; (b1)和(b2)反硝化滤池 图 2 生物滤池沿程生物膜样品DGGE条带 Fig. 2 DGGE-gel showing 16S rDNA community fingerprint of the biofilm samples along the biofilters |
从图 2(a1)和2(a2)可以看出, 在硝化滤池中, 沿水流方向, 从B1~B2, 取样口生物膜样品的条带数变化较小.但是, 从B2~B3, 条带数明显增加(从B2时的32条增加到B3时的39条).相应地, 代表多样性指数的香农-威尔指数也呈现出类似的规律(见表 3).混凝沉淀工艺虽然去除了低碳源污水中绝对多数的悬浮性有机物, 但是仍然有一部分溶解性有机物未被去除.从表 2也可以看出, B1处出水中的COD浓度仍然保持在比较高的水平(85.5 mg·L-1).由于较高的溶解氧和有机物的存在, B1~B2段的微生物可能以好氧异养菌为主, 而硝化菌等自养细菌的数量可能很低, 因此这一段的硝化效果很差, 进水中氨氮的去除率仅有14.1%.从图 2(a1)和2(a2)还可以看出, 在这一阶段优势菌群对应的条带主要为条带1、5和6.从B2~B4, 随着进水中的有机物被不断消耗(COD去除率为77%), 条带1、5和6信号亮度逐渐变弱, 而以条带13和17为代表的好氧自养菌的数量不断增加, 条带信号强度逐渐变强.这一段的硝化效果非常明显, 进水中的氨氮几乎被全部去除, B4处出水中的氨氮浓度只有0.2 mg·L-1, 而硝态氮浓度为29.6 mg·L-1.该现象与文献[12, 13]研究曝气生物滤沿程微生物特性时获得的结果一致.
|
|
表 3 硝化滤池沿程微生物群落多样性分析 Table 3 Diversity analysis of the bacterial community along the nitrification biofilter |
从图 2(b1)和2(b2)可以看出, 在反硝化滤池中, 沿水流方向, 沿程生物膜样品的条带数呈先上升后下降的趋势(D1为32条, D2为35条, D3为29条).相应地, 代表多样性指数的香农-威尔指数也呈现先上升后下降的趋势(见表 4).硝化滤池出水中不仅含有较高浓度的硝态氮, 同时也携带一定浓度的溶解氧.虽然D1处的固体碳源在生物降解作用下释放出的有机碳源可以消耗一部分溶解氧, 但是残留的溶解氧仍然会对反硝化细菌起到一定的抑制作用.从表 2可以看出, 在进水硝态氮浓度为29.6 mg·L-1时, D1出水的硝态氮浓度仍保持在19.5 mg·L-1, 硝态氮的去除率只有33.8%.从D1~D2的区域, 由于残留溶解氧的进一步消耗, 在该区域形成了一个缺氧环境.缺氧环境有利于反硝化的进行, 因此, D2出水的硝态氮降低到3.7 mg·L-1, 硝态氮的去除率达到81.0%.从图 2(b1)和2(b2)还可以看出, 条带7、14、15和18的信号亮度强, 表示这些条带对应的细菌为优势菌群.并且, 这些条带在D2处的信号亮度最强, 表明在D2所处的缺氧环境下, 细菌的数量达到最大.另外, 在D2处还出现了D1和D3处未出现的条带, 如条带8、10和11. D3处出水的硝态氮浓度只有0.4 mg·L-1.由于硝态氮的浓度非常低, 无法为反硝化菌提供足够的氮源, 造成优势菌群对应的条带7、14、15和18的信号亮度逐渐变弱.
|
|
表 4 反硝化滤池沿程微生物群落多样性分析 Table 4 Diversity analysis of the bacterial community along the denitrification biofilter |
2.2 微生物群落相似性分析
通过Quantity One 4软件对生物滤池沿程不同取样点生物膜样品的DGGE图谱进行分析, 用戴斯系数(Dice coefficient)量化表征DGGE图谱中生物膜在沿程不同位置的相似程度(见表 5和表 6), 一般戴斯系数越大, 则相似性越高.同时, 利用该软件对DGGE指纹图谱进行UPGMA聚类分析, 聚类分析结果见图 3和图 4.
|
|
表 5 硝化滤池沿程微生物群落的PCR-DGGE相似性分析/% Table 5 Similarity analysis of the bacterial community along the nitrification biofilter/% |
|
|
表 6 反硝化滤池沿程微生物群落的PCR-DGGE相似性分析/% Table 6 Similarity analysis of the bacterial community along the denitrification biofilter/% |
|
图 3 各生物膜样本DGGE图谱的UPGMA聚类分析 Fig. 3 UPGMA clusters analysis of the DGGE profiles |
|
图 4 各生物膜样本DGGE图谱的UPGMA聚类分析 Fig. 4 UPGMA clusters analysis of the DGGE profiles |
从图 3可以看出, 硝化滤池沿程生物膜样本中的微生物可以归为两大类.其中B1和B2划分为一类, B3和B4划分为一类.类群间的相似性为38%, 表明硝化滤池内随着沿程位置的改变, 生物膜的菌群组成发生了很大的变化.从B1~B2, 生物膜微生物的菌群组成发生很大的变化, 戴斯系数为44.8%, 说明有机物和溶解氧浓度的降低对微生物种群结构产生了影响.从B2~B3, 菌落组成也发生了较大变化, 戴斯系数为52.1%.在这个过程中, 由于进水中绝大部分的有机物被消耗, 好氧异养菌逐渐被淘汰, 而好氧自养菌逐渐成为优势菌群.从B3~B4, 由于底物(氨氮)浓度的不断降低, 微生物菌落结构也发生了明显的改变, 戴斯系数为54.3%.
从图 4可以看出, 反硝化滤池沿程生物膜样本中的微生物可以归为两大类, 其中D1和D2的样本划分为一类, D3的样本划分为一类, 类群间的相似性为53%.表明反硝化滤池内随着沿程位置的改变, 生物膜的菌群组成发生了很大的变化.从D1~D2, 微生物的种群结构没有发生很大的改变, 戴斯系数为71%.表明D1处固体碳源在生物降解作用下释放出的有机碳源消耗了大部分硝化滤池出水中携带的溶解氧, 而残留的溶解氧对D1处的微生物的影响较小.从D2~D3, 微生物的菌群组成发生很大的变化, 戴斯系数为47.5%, 表明底物(硝态氮)浓度对微生物的种群结构有很大的影响.
2.3 特征条带回收测序和系统发育分析18条变化明显的优势条带经过切胶回收、扩增、再回收、纯化和克隆转化后进行序列的测定, 并对测序结果进行Blast比较鉴定, 寻找与序列相似性最高的已知分类地位的菌株, 结果见表 7.对上述条带采用MEGA软件, Neighbor-joining法构建系统发育树, 结果如图 5所示.
|
|
表 7 DGGE凝胶条带回收序列分析结果 Table 7 Results of DGGE-gel bands recovery sequence analysis |
|
图 5 基于16S rDNA序列的生物膜中主要菌落的系统发育树 Fig. 5 A phylogenetic tree showing the microbial community on biofilm based on 16S rDNA sequence |
在硝化滤池中, 条带1代表的菌群主要存在于B1和B2中, 与条带1最接近的菌株为Labilithrix luteola, 该菌株是Yamamoto等[14]从土壤样品中分离到的异养且严格好氧的革兰氏阴性可动性杆菌.条带5对应的菌群也主要存在于B1和B2中.与条带5最相近的菌株为Rubrivivax gelatinosus, 相似性为99%.该菌株为反硝化菌, 可以将亚硝态氮还原为氮气[15]. B1和B2处由于有机物含量较高, 且有充足的溶解氧, 因此异养好氧微生物增殖速度快, 在陶粒上形成较厚的生物膜.生物膜内部, 在氧传递受阻以及外部氧大量消耗的情况下, 产生缺氧微区, 为反硝化菌的生长提供了有利的条件.条带13和17对应的菌群主要存在于B3和B4处, 且B4处条带信号最强, 推测其数量可能在B4处达到最大值.条带13和17对应的菌株分别与Nitrosomonas sp. Nm4和Candidatus Nitrospira defluvii最相似. Nitrosomonas sp. Nm47和Candidatus Nitrospira defluvii分别是废水生物处理系统中重要的氨氧化菌和亚硝酸盐氧化菌[16, 17].
在反硝化滤池中, 条带3代表的菌群同时存在于D1、D2和D3处, 但沿水流的方向, 细菌的数量在不断降低.与条带3最接近的菌株为Dechloromonas agitata. Ginige等[18]的研究表明, Dechloromonas是以甲醇作为碳源驯化的活性污泥中的主要反硝化菌. 条带7代表的菌群是反硝化滤池中的优势菌, 与条带7最接近的菌株为Myxobacterium AT3-03. Manucharova等[19]的研究发现, Myxobacteria可以以固体碳源(草生灰化石)作为唯一碳源进行反硝化, 并且该菌株在草生灰化石中是最活跃的反硝化菌, 表现出最强的反硝化活性.条带8和11对应的菌株为不可培养的菌株.条带10对应的菌株与Thauera aminoaromatica的相似性为100%.先前的研究表明, Thauera aminoaromatica是以乙酸盐作为碳源驯化的活性污泥中的主要反硝化菌[20], 而以固体碳源作为唯一碳源的系统中并没有发现Thauera aminoaromatica菌的存在[21, 22].条带13代表的菌群存在于D1和D2处, 但在D3处消失.与条带13最接近的菌株为Nitrosomonas sp. Nm47.从前面的分析可知, 该菌株为硝化菌, 硝化菌的存在也进一步证实了前面所述的D1和D2处残留的溶解氧的存在.与条带15最接近的菌株为Comamonas granuli, 该菌株属于丛毛单胞菌科, 具有将硝态氮还原成亚硝态氮的能力[23]. Wu等[24]的研究结果也表明, 以PCL作为固体碳源进行反硝化的微生物主要属于丛毛单胞菌科.条带18代表的菌群是反硝化滤池中另一优势菌.条带18对应的菌株为Rubrivivas gelatinosus, Rubrivivas gelatinosus可以将亚硝态氮还原为氮气, 但是不能以硝态氮作为电子受体[15].综上所述, 通过DGGE图谱(图 2)和系统发育树分析(图 5), 可以确定当后置固相反硝化滤池工艺在最佳工况条件下运行时, 在硝化滤池中, 在B1和B2处陶粒上的生物膜主要以异养好氧菌为主, 如Labilithrix luteola, 同时还有少量的反硝化细菌(Rubrivivax gelatinosus)和兼性厌氧菌(Lactococcus sp. R.M17); B3和B4处的微生物则以Candidatus Nitrospira defluvii和Nitrosomonas sp. Nm47等硝化菌为主, 反硝化滤池的固体碳源表面生物膜的主要微生物组成包括Dechloromonas、Myxobacterium、Thauera、Nitrosomonas、Comamonas和Rubrivivax这6个属的菌株.以上菌属, 除Nitroso-monas外都可以进行反硝化.其中Myxobacterium和Rubrivivas为优势菌, 且Myxobacterium可以以固体碳源作为唯一碳源进行反硝化. Wu等[22]的研究表明, Alicycliphilus和Diaphorobacter是以PCL作为填料的填充床中的主要反硝化菌.不同研究中采用的PCL的理化性质的差异以及进水水质的不同可能是导致微生物差异的主要原因.
2.4 微生物形态观察图 6为生物滤池不同取样口填料表面的生物膜分布情况.从6(a)可以看出, B1和B2处的填料生物膜厚而致密, 填料表面的微生物以球菌, 杆菌和丝状菌为主, 丝状菌缠绕在球菌和杆菌之间, 使球菌和杆菌牢牢地固定在陶粒填料上.从B2~B4, 沿水流方向, 填料表面的生物膜明显减少, B4处填料的生物量很少, 微生物零星地分布在填料的表面, 也以球菌和杆菌为主, 可见少量的丝状菌.这与朱小彪等[25]的研究结论一致.由于进水端有机底物浓度较高, 异养菌有充足的养料得以大量繁殖[26], 生物量较高, 而在出水口附近, 水中有机污染物经过填料吸附和生物降解已经到达比较低的水平, 微生物缺少营养物质, 自身增殖缓慢, 导致生物量迅速降低. Dniel等[27]也指出, 靠近出水口的填料上的生物膜特别薄, 但生物膜内外层生物活性较高, 具有较高的底物去除能力.
|
图 6 生物滤池填料表面生物膜的扫描电镜图 Fig. 6 SEM photos of the biofilm coating the surfaces of the carriers in the biofilters |
从图 6(b)可以看出, D1和D2处的填料表面生物膜较厚且分布连续. D1填料表面的微生物以杆菌为主, 同时也有少量的球菌, 细菌的分泌物将它们交织在一起, 致密地覆盖在固体碳源填料的表面; D2填料表面以杆菌, 球菌和丝状菌为主.丝状菌作为骨架, 通过其分泌物将球菌和杆菌裹成网状生物膜, 致密地覆盖在固体碳源填料的表面. D3填料生物膜以杆菌为主, 可见少量的球菌, 杆菌重叠在一起, 在填料表面形成不连续的且厚度很薄的生物膜.生物量减少的原因可能和沿程硝态氮浓度逐渐降低有关, 反硝化细菌营养物质不足, 生长速率减慢[28].
3 结论(1) 硝化滤池中COD浓度从B1~B4沿水流方向逐渐降低, 滤池近进水端(B1~B2段)对COD的去除量较大, 但对氨氮几乎没有去除, 其中微生物以异养菌为主.污水流经B3~B4段(近出水端)时, 氨氮浓度明显降低, 该段滤层中有机物浓度较低, 硝化菌为优势菌群, 数量较多.反硝化滤池中微生物的多样性和丰度在滤池中部(D2处)达到最大, 绝大部分的硝态氮在D1~D2段被去除, 该段滤层中反硝化菌为优势菌.
(2) 对生物膜特征条带进行测序, 证实硝化滤池中B1~B2段优势菌为异养菌Labilithrix luteola, B3~B4段生物膜中最优势菌为氨氧化菌Candidatus Nitrospira defluvii和亚硝酸盐氧化菌Nitrosomonas sp. Nm47.反硝化滤池中D1~D2段的优势菌为固体碳源降解反硝化菌Myxobacteria和反硝化菌Rubrivivas gelatinosus.
| [1] | Cao G H, Wang S Y, Peng Y Z, et al. Biological nutrient removal by applying modified four step-feed technology to treat weak wastewater[J]. Bioresource Technology, 2013, 128: 604-611. DOI:10.1016/j.biortech.2012.09.078 |
| [2] | Kim T H, Nam Y K, Park C, et al. Carbon source recovery from waste activated sludge by alkaline hydrolysis and gamma-ray irradiation for biological denitrification[J]. Bioresource Technology, 2009, 100(23): 5694-5699. DOI:10.1016/j.biortech.2009.06.049 |
| [3] | Kim S, Bae W, Kim M, et al. Evaluation of denitrification-nitrification biofilter systems in treating wastewater with low carbon:nitrogen ratios[J]. Environmental Technology, 2015, 36(5-8): 1035-1043. |
| [4] | Wang S M, Sun X J. Progress of biological nitrogen removal via shortcut nitrification-denitrification[J]. Advanced Materials Research, 2014, 838-841: 2685-2688. |
| [5] | Strous M, van Gerven E, Zheng P, et al. Ammonium removal from concentrated waste streams with the anaerobic ammonium oxidation (Anammox) process in different reactor configurations[J]. Water Research, 1997, 31(8): 1955-1962. DOI:10.1016/S0043-1354(97)00055-9 |
| [6] | Ma Y, Peng Y Z, Wang S Y, et al. Achieving nitrogen removal via nitrite in a pilot-scale continuous pre-denitrification plant[J]. Water Research, 2009, 43(3): 563-572. DOI:10.1016/j.watres.2008.08.025 |
| [7] | Kim D, Kim T S, Ryu H D, et al. Treatment of low carbon-to-nitrogen wastewater using two-stage sequencing batch reactor with independent nitrification[J]. Process Biochemistry, 2008, 43(4): 406-413. DOI:10.1016/j.procbio.2008.01.003 |
| [8] | Van Dongen U, Jetten M S M, Van Loosdrecht M C M. The SHARON-Anammox process for treatment of ammonium rich wastewater[J]. Water Science and Technology, 2001, 44(1): 153-160. |
| [9] | Feng Y, Yu Y Z, Duan Q N, et al. The characteristic research of ammonium removal in grain-slag biological aerated filter (BAF)[J]. Desalination, 2010, 263(1-3): 146-150. DOI:10.1016/j.desal.2010.06.051 |
| [10] | Konstantinov S R, Zhu W Y, Williams B A, et al. Effect of fermentable carbohydrates on piglet faecal bacterial communities as revealed by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of 16S ribosomal DNA[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2003, 43(2): 225-235. DOI:10.1111/fem.2003.43.issue-2 |
| [11] | Mohseni-Bandpi A, Elliot D J. Groundwater denitrification with alternative carbon sources[J]. Water Science and Technology, 1998, 38(6): 237-243. |
| [12] |
王琳, 窦娜莎. Biostyr曝气生物滤池处理城市污水的沿程生化特性[J]. 环境工程学报, 2013, 7(8): 2942-2946. Wang L, Dou N S. Biochemical characteristic along biostyr biological aerated filter for municipal wastewater treatment[J]. Chinese Journal of Environmental Engineering, 2013, 7(8): 2942-2946. |
| [13] |
付少彬. 曝气生物滤池脱氮性能及微生物分布特征研究[D]. 广州: 华南理工大学, 2014. Fu S B. Study on the nitrogen removal performance and microorganism distribution of biological aerated filter[D]. Guangzhou: South China University of Technology, 2014. http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10561-1014064441.htm |
| [14] | Yamamoto E, Muramatsu H, Nagai K. Vulgatibacter incomptus gen. nov., sp. nov. and Labilithrix luteola gen. nov., sp. nov., two myxobacteria isolated from soil in Yakushima Island, and the description of Vulgatibacteraceae fam. nov., Labilitrichaceae fam. Nov. and Anaeromyxobacteraceae fam. Nov[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2014, 64(10): 3360-3368. |
| [15] | Nagashima S, Kamimura A, Shimizu T, et al. Complete genome sequence of phototrophic betaproteobacterium Rubrivivax gelatinosus IL144[J]. Journal of Bacteriology, 2012, 194(13): 3541-3542. DOI:10.1128/JB.00511-12 |
| [16] | Okabe S, Satoh H, Watanabe Y. In situ analysis of nitrifying biofilms as determined by in situ hybridization and the use of microelectrodes[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1999, 65(7): 3182-3191. |
| [17] | Kostan J, Sjöblom B, Maixner F, et al. Structural and functional characterisation of the chlorite dismutase from the nitrite-oxidizing bacterium "Candidatus Nitrospira defluvii":identification of a catalytically important amino acid residue[J]. Journal of Structural Biology, 2010, 172(3): 331-342. DOI:10.1016/j.jsb.2010.06.014 |
| [18] | Ginige M P, Hugenholtz P, Daims H, et al. Use of stable-isotope probing, full-cycle rRNA analysis, and fluorescence in situ hybridization-microautoradiography to study a methanol-fed denitrifying microbial community[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2004, 70(1): 588-596. DOI:10.1128/AEM.70.1.588-596.2004 |
| [19] | Manucharova N A, Dobrovol'skaia T G, Stepanov A L. Taxonomy of denitrifying bacteria in soddy podzolic soil[J]. Mikrobiologiia, 2000, 69(2): 286-289. |
| [20] | Ginige M P, Keller J, Blackall L L. Investigation of an acetate-fed denitrifying microbial community by stable isotope probing, full-cycle rRNA analysis, and fluorescent in situ hybridization-microautoradiography[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(2): 8683-8691. |
| [21] | Wu W Z, Yang L H, Wang J L. Denitrification using PBS as carbon source and biofilm support in a packed-bed bioreactor[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2013, 20(1): 333-339. DOI:10.1007/s11356-012-0926-9 |
| [22] |
徐影, 仇天雷, 韩梅琳, 等. PCR-DGGE技术解析固体碳源表面生物膜的微生物群落结构[J]. 环境科学, 2013, 34(8): 3257-3263. Xu Y, Qiu T L, Han M L, et al. Analysis on microbial community in biofilm coating onto solid carbon source using the PCR-DGGE technique[J]. Environmental Science, 2013, 34(8): 3257-3263. |
| [23] | Kim K H, Ten L N, Liu Q M, et al. Comamonas granuli sp. nov., isolated from granules used in a wastewater treatment plant[J]. Journal of Microbiology, 2008, 46(4): 390-395. DOI:10.1007/s12275-008-0019-0 |
| [24] | Wu W Z, Yang L H, Wang J L. Denitrification performance and microbial diversity in a packed-bed bioreactor using PCL as carbon source and biofilm carrier[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2013, 97(6): 2725-2733. DOI:10.1007/s00253-012-4110-4 |
| [25] |
朱小彪, 许春华, 高宝玉, 等. 曝气生物滤池生物量和生物活性的试验研究[J]. 环境科学学报, 2007, 27(7): 1135-1140. Zhu X B, Xu C H, Gao B Y, et al. Studies of biomass and microbial activity in a biological aerated filter[J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2007, 27(7): 1135-1140. |
| [26] | Chen J J, MaCarty D, Slack D, et al. Full scale case studies of a simplified aerated filter (BAF) for organics and nitrogen removal[J]. Water Science and Technology, 2000, 38(1): 79-86. |
| [27] | Urfer D, Huck P M. Measurement of biomass activity in drinking water biofilters using a respirometric method[J]. Water Research, 2001, 35(6): 1469-1477. DOI:10.1016/S0043-1354(00)00405-X |
| [28] |
吉芳英, 白婷婷, 张千, 等. 固体碳源反硝化滤池脱氮效果及沿程生化特性[J]. 环境工程学报, 2017, 11(3): 1347-1354. Ji F Y, Bai T T, Zhang Q, et al. Denitrification performance of solid-phase denitrification biofilter and biochemical characteristics along its height[J]. Chinese Journal of Environmental Engineering, 2017, 11(3): 1347-1354. DOI:10.12030/j.cjee.201512072 |