2025, Vol. 46
2. 中国科学院大学中丹学院, 北京 100049;
3. 中国科学院大学资源与环境学院, 北京 101408;
4. 中国科学院青藏高原研究所, 北京 100101
2. Sino-Danish College, University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China;
3. College of Resources and Environment, University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 101408, China;
4. Institute of Tibetan Plateau Research, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China
湖泊盐度的变化会影响湖泊甲烷的排放, 在盐湖中盐度的降低伴随着甲烷排放量的增加[1]. 有研究发现, 在中国东北地区95个湖泊中, 咸水湖中甲烷（CH4）的分压平均值均高于淡水湖[2]. 多数咸水湖水体与大气二氧化碳（CO2）交换比同等CO2浓度的淡水湖平均增加2.5倍, 湖水盐度的提高增强了CO2气体传输速率[3]. 富营养盐湖岱海的CH4, 氧化亚氮（N2O）产排同样受到湖水盐度的影响[4]. 因此, 盐度是湖泊温室气体的产生和排放的重要影响因素. 基于T-RFLP和焦磷酸测序分析了青藏高原6个湖泊沉积物中不同甲烷氧化细菌群落的相对丰度和群落结构, 发现盐度是好氧甲烷氧化细菌群落组成的重要驱动因素[5]. 这说明湖水盐度显著影响着湖泊中甲烷氧化菌的菌群结构.
反硝化型厌氧甲烷氧化（denitrifying anaerobic methane oxidation, DAMO）是湖泊底泥中重要的甲烷氧化过程, 微生物以硝酸盐和亚硝酸盐为电子受体, 甲烷为电子供体实现厌氧条件下对甲烷的去除, 同时能够将亚硝酸盐直接转化为氮气, 因此在温室气体减排中具有重要的研究价值[6~8]. 两种关键的功能微生物分别为以亚硝酸盐为电子受体的nitrite-DAMO细菌, 被命名为Candidatus Methylomirabilis oxyfera（M. oxyfera）, 隶属于NC10门[9]；以硝酸盐为电子受体的nitrate-DAMO古菌, 被命名为Candidatus Methanoperedens nitroreducens（M. nitroreducens）[10].
随着关键菌种的确定, DAMO过程被发现广泛存在于河流、湖泊、稻田和沼泽等多种淡水环境[11~15]. 2012年, Yang等[16]在青藏高原盐湖中发现DAMO菌群的存在, 证实其具备在高盐度环境中生存的能力. 除此之外还在海底沉积物[17, 18], 沿海湿地[19]及潮间带[20]等多个盐水环境中发现了DAMO菌群的存在. 已有的研究对于淡水来源和海洋来源的DAMO菌群分别进行盐度胁迫实验, 其中长江入海口的DAMO菌群甲烷氧化速率随盐度升高而降低[21], 但海洋中的DAMO菌群在接近海水盐度条件下具有最高的厌氧甲烷氧化速率[22], 由此笔者推测盐度胁迫的效果与环境中的土著菌群结构有关. 由于气候变暖, 大多数湖泊因蒸发量升高而导致水体盐度升高[23], 但由于冰川融化加剧, 青藏高原盐湖湖水盐度却呈现出下降趋势[24], 而目前湖泊中的DAMO过程将如何响应盐度升高或降低的变化尚未见报道.
因此, 本研究以典型的咸水湖和淡水湖——白洋淀和青海湖为对象, 探究了其中的沉积物中DAMO过程应对盐度变化的差异. 通过采集和分析两湖泊中的沉积物样品, 利用高通量测序技术对底泥土著微生物菌群结构进行了研究, 并且进一步探究了盐度变化对两湖泊底泥中DAMO过程的影响, 设置0、11和110 g·L-1这3个盐度梯度对两湖沉积物样品进行以CH4、KNO3为底物的厌氧微宇宙培养. 本文研究湖泊沉积物DAMO微生物对盐度的响应关系和特性, 以期为气候变暖背景下湖泊温室气体排放预测提供参考.
1 材料与方法 1.1 实验材料典型咸水湖底泥样品来自青海湖, 采样时间为2022年8月, 具体地址为100°44′04″E, 36°36′17″N. 典型淡水湖底泥样品来自白洋淀, 采样时间为2023年2月, 具体地址为115°46′55″E, 38°54′49″N. 采样深度为0~20 cm, 沿湖每5 m采集1个点, 共采集3个采样点, 每个采样点重复3次. 将采集的土壤样品迅速转移到无菌厌氧采样袋中, 然后储存在保温冰盒中（4℃）运输到实验室. 部分样品用于土壤理化性质测定, 剩余的样品置于-20℃以用于后续实验.
1.2 培养实验设计将湖泊沉积物样品混合均匀, 去除大颗粒和植物残留物. 用超纯水与NaCl配置质量浓度分别为0、11和110 g·L-1的盐水, 然后通过高压蒸汽灭菌的方式配置无菌厌氧盐水. 在厌氧手套箱中, 将新鲜土壤（2.0 g）和先前配置的无菌厌氧盐水（15 mL）转移至50 mL无菌血清瓶中, 并用丁基橡胶塞和铝盖密封. 每个盐度处理组准备12个平行样, 预培养结束后和21 d培养结束后各拆6瓶, 进行破坏性取样开展实验. 对以上6组进行分别编号, 首字母B表示白洋淀, Q表示青海湖, S1、S2和S3分别表示盐度为0、11和110 g·L-1.
将血清瓶在真空通气装置上抽真空3 min然后用氩气冲洗, 重复6次以确保顶空厌氧并平衡气压. 然后将样品放入避光培养箱中, 在12℃的培养温度下进行预培养. 预孵育时间为7 d, 以尽可能去除残留的NOx-和氧气.
预孵育结束后再次按上述方法进行真空通气. 然后用注射器过0.22 μm滤膜向内注射2 mL质量浓度为400 mg·L-1的KNO3溶液, 使瓶中NO3-的最终质量浓度为40 mg·L-1. 从每个瓶中抽出2 mL气体, 并用等体积的CH4替换.
1.3 气体测定在收集之前, 通过重复抽打顶空空气来混合气体样品. 收集到的气体样本储存在真空Labco Exetainer瓶中. 用气相色谱质谱仪（GCMS-QP2010Ultra, 岛津）测量温室气体含量, 以计算甲烷氧化的潜在速率. 进样口、色谱柱和检测温度分别为150、50和200 ℃.
1.4 水体理化因子测定参照文献[25]测定水样中氨氮（NH4+-N）、亚硝氮（NO2--N）和硝氮（NO3--N）. 使用便携式多参数水质分析仪（WTW, Multi340i, 德国）原位测量湖水温度（T）和pH值、氧化还原电位（ORP）、电导率（EC）和溶解氧（DO）.
1.5 DNA提取和微生物群落分析环境样品、预培养结束后样品（0 d）和21 d培养结束后样品（21 d）分别提取DNA. 采用FastDNA® SPIN Kit for soil（MP Biomedicals, Santa Ana, CA, U.S）试剂盒提取样品DNA, 提取的DNA在Nanodrop分光光度计（Nanodrop, USA）上测定DNA浓度及质量.
环境样品DNA委托北京奥维森公司进行16S测序分析, 利用UPARSE软件进行序列分析, 将相似性≥97%的序列归为相同的操作分类单元（OTUs）, 对每个OTUs的代表性序列进行筛选, 以便进一步注释. 根据OTUs计算多样性指数, 以评估各样本的微生物多样性. 通过对不同水平物种的相对丰度进行统计分析, 比较不同盐湖中的微生物群落组成.
使用Excel 2010进行数据处理. 运用SPSS 20.0的one-way ANONA进行处理间的差异分析；图表制作使用Origin 2023和Excel 2010.
1.6 实时荧光定量PCR（qPCR）选用CFX Connect Real-Time System（Bio-Rad, Hercules, CA, USA）对培养体系中细菌、古菌的16S rRNA基因进行qPCR分析, 以分别定量M. oxyfera和M. nitroreducens在群落中的相对丰度. 细菌/古菌16S rRNA通用引物序列, A806F：ATTAGATACCCSB GTAGTCC[26]；A958R：YCCGGCGTTGAMTCCAATT[27]；M.oxyfera 16S rRNA特征引物序列, qP2F：GGGGAAC TGCCAGCGTCAAG, qP2R：CTCAGCGACTTCGAGTA CAG[28]；M. nitroreducens 16S rRNA特征引物序列, DP397F：TGGCTGTCCAGCTRTYC, DP569R：GRACGC CTGACGATTRAG[29]. 反应体系：DNA样品（约10 ng·μL-1）2 μL, 10 μmol·L-1的前后端引物（简并16S为1 μL, M. oxyfera和M. nitroreducens为0.5 μL）, 12.5 μL TB Green Premix ExTaq Ⅱ Mix（2×）, 加无菌蒸馏水至体系为25 μL. 扩增参数如下：16S rRNA：95 ℃ 30 s；40×（94 ℃ 5 s, 50 ℃ 30 s, 72℃ 30 s）；M. oxyfera：95 ℃ 30 s；40×（95 ℃ 5 s, 60 ℃ 30 s, 72℃ 30 s）；M. nitroreducen：95℃ 3 min；40×（94℃ 15 s, 57℃ 20 s, 72℃ 30 s）. 采用特征16S rRNA拷贝数与细菌/古菌16S rRNA拷贝数的比值计算特征菌在菌群中的相对丰度.
2 结果与讨论 2.1 两湖水体和底泥理化性质两湖泊采样时的湖水理化差异如表 1所示, QHH代表青海湖样品, BYD代表白洋淀样品. 结果显示, 青海湖湖水pH为9.4, 白洋淀湖水为弱碱性, pH为7.82. 白洋淀湖水中的ρ（DO）（12.39 mg·L-1）是青海湖的两倍, 可能与较低的气压和丰富的水生植物有关. 青海湖盐度为10.57 g·L-1, 属于咸水湖, 白洋淀盐度为0.90 g·L-1, 符合淡水湖标准. 青海湖的氧化还原电位为14.1 mV, 白洋淀的氧化还原电位为175.5 mV.
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表 1 两湖上覆水体理化性质 Table 1 Physicochemical properties of overlying water bodies in the two lakes |
两湖底泥理化性质也存在较大差异, 详见表 2. 白洋淀底泥储水能力更强, 饱和含水率约为43.6%. 其总氮浓度更高, 这可能与白洋淀周围丰富的人类活动和肥料滥用有关, 但两湖无机氮浓度无显著差异. 白洋淀底泥中碳氮比更低, 说明含有更多有机质. 青海湖底泥中总碳含量更高, 证实了盐湖的高碳储量.
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表 2 两湖泊底泥理化性质1） Table 2 Physicochemical properties of sediments in the two lakes |
2.2 两湖微生物群落结构
对两湖沉积物微生物进行高通量测序, 其中青海湖3个样品共计得到256 917条高质量序列, 白洋淀3个样品共获得225 783条高质量序列. 为进行对比, 将两湖泊样品数据抽平统一至220 000条序列进行分析. 物种注释结果显示, 6个样品中共有4 998个OTU. 在门分类水平上, 青海湖沉积物中微生物物种有37个门, 而白洋淀沉积物中只有27个门. 在纲、目、科和属这4个分类层次上, 白洋淀沉积物中物种类型均多于青海湖. 通过对青海湖和白洋淀共享OTU的分析, 发现两湖共有的OTU种类仅为1 410种, 分别占白洋淀OTU总数的33%和青海湖OTU总数的66.2%.
在门和目分类水平上进一步分析了两个湖泊沉积物微生物组成的差异. 在门分类水平上统计了两个湖泊微生物群落相对丰度前15位的微生物, 结果如图 1（a）所示. 两个湖泊中占主导地位的两个门是拟杆菌门（Bacteroidetes）和变形菌门（Proteobacteria）, 这两个门的总和占两个湖微生物的60%以上. 青海湖厚壁菌门（Firmicutes）相对丰度显著高于白洋淀, 高出11%. 此外, 青海湖中放线菌门（Actinobacteria）、髌骨菌门（Patescibacteria）、软壁菌门（Tenericutes）、异常球菌-栖热菌门（Deinococcus-thermus）和螺旋体门（Spirochaetes）的丰度略高于白洋淀. 在目分类水平, 对两个湖泊微生物群落中排名前15位的微生物进行统计, 结果如图 1（b）所示. 两湖中黄杆菌目（Flavobacteriales）相对丰度最高, 但两湖中相对丰度排第二的目不同, 白洋淀为β变形菌目（β-Proteobacteria）, 青海湖为芽孢杆菌目（Bacillales）. 在剩余目中, 噬纤维菌目（Cytophagales）, 红细菌目（Rhodobacteriales）, 除硫单胞菌目（Desulfuromonadales）, 拟杆菌目（Bacteroidales）和过敏单胞菌目（Aleromonadales）的相对丰度在青海湖高于白洋淀.
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图 1 细菌和古菌群落组成在门和目的分类水平下物种堆积 Fig. 1 Species stacking of bacterial and archaeal community composition at taxonomic levels of phylum and order |
前人研究表明, β-变形菌（β-Proteobacteria）在淡水或低盐度环境中含量很高[30], 而γ-变形菌纲（γ-Proteobacteria）通常在海洋或盐水/高盐度环境细菌群落中占很大比例[31]. 因此, 在不同盐度的湖泊中, 可以观察到盐度对底泥土著微生物群落组成会造成较大影响.
通过Shannon指数、Observed-Richness指数和Inv-Simpson指数来表征样品群落α多样性, 结果如图 2所示. 白洋淀Shannon指数和Richness指数均远高于青海湖, Simpson指数则呈现相反的结果, 通过显著性分析发现白洋淀底泥微生物的α多样性显著高于青海湖底泥.
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图 2 两湖中细菌和古菌微生物群落的α多样性对比 Fig. 2 Comparison of the α diversity of bacterial and archaeal microbial communities in the two lakes |
将两湖甲基氧化菌在科水平上进行分类统计的结果如图 3所示. 结果显示白洋淀中有更多种类的甲基氧化菌, 但青海湖底泥中甲基氧化菌在菌群中所占比例更高. 两湖中占据主导地位的甲烷氧化菌都是嗜甲基菌科（Methylophilaceae）, 这一类群因其相关谱系能够在淡水和咸水环境中广泛存在而成为研究栖息地适应基因组的模型生物[32]. 白洋淀底泥中丰度第二的甲基氧化菌为甲烷单胞菌科（Methylomonaceae）, 据报道其中部分种具有固氮潜能[33], 而青海湖底泥中则是甲基食细菌科（Methylophagaceae）, 该类群与嗜甲基菌科类似而具备更多异养菌的特征, 通常与其他菌种共代谢[34], 且对高盐度具有一定的适应能力[35]. 在青海湖底泥中没有检出甲基奇异细菌科（Methylomirabilaceae）、甲基链球菌科（Methyloligellaceae）和甲烷球菌科（Methylococcaceae）, 其中部分菌种被报道具有耐热或嗜热的生长倾向[36]. 推测青海湖较低的平均气温及较高的盐度抑制这3类菌的生长.
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分类水平为科水平 图 3 两湖甲基氧化菌在底泥菌群中相对丰度 Fig. 3 Relative abundance of methyl-oxidizing bacteria in the sediment flora of the two lakes |
图 4是两湖上覆水和底泥理化性质与微生物群落结构多样性及甲基氧化菌丰度的Mantel分析结果, 可以看出, 除无机氮盐浓度外的上覆水和底泥理化性质间均有显著相关性. 深入分析湖水盐度与微生物群落的相关性, 可以确认盐度与底泥土著微生物群落α多样性和甲烷氧化菌多样性显著负相关. Yang等[37]对于青藏高原多个盐湖沉积物的研究同样证明盐度与沉积物中微生物多样性有显著相关性. 由上述结果分析可知两湖泊底泥中土著微生物群落存在显著差异, 且这一差异是上覆水盐度胁迫的结果. 张亚迪等[38]的研究显示在浑河底泥中的DAMO菌群多样性和分布与电导率等多种环境因素显著相关, Niu等[39]对中国沿海潮间带的研究同样证实盐度影响DAMO特征微生物的群落组成. 由此推测青海湖和白洋淀底泥中DAMO菌群同样差异显著.
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1.T, 2.DO, 3.盐度, 4.pH, 5.土壤饱和含水率, 6.TC, 7.TN, 8. ω（NH4+-N）, 9. ω（NO3--N）, 10. ω（NO2--N）；*表示P < 0.01, **表示P < 0.001, ***表示P < 0.0001 图 4 两湖上覆水和底泥理化性质与微生物群落结构多样性及甲基氧化菌丰度Mantel分析 Fig. 4 Mantel analysis of physicochemical properties, microbial community structure diversity, and abundance of methane-oxidizing bacteria in the overlying water and sediments of the two lakes |
图 5是盐度培养前后培养体系CH4和CO2浓度变化结果. 各组均呈现CH4的消耗, 其中青海湖底泥各处理组的CH4消耗量（0 d与21 d培养后的CH4浓度差值如下, 盐度：0 g·L-1为428.96 μmol·L-1, 下同；11 g·L-1为481.67 μmol·L-1；110 g·L-1为307.69 μmol·L-1）均显著大于白洋淀底泥组（0 g·L-1为197.58 μmol·L-1；11g·L-1为208.64 μmol·L-1；110 g·L-1为39.30 μmol·L-1）, 说明青海湖底泥中甲烷厌氧氧化过程更为剧烈. 白洋淀底泥培养后产生大量CO2（0 g·L-1为29.97 μmol·L-1；11 g·L-1为29.99 μmol·L-1；110 g·L-1为8.10 μmol·L-1）, 青海湖底泥虽然有个别组有少量CO2生成, 但整体呈现浓度减少趋势（0 g·L-1为0.96 μmol·L-1；11 g·L-1为-3.90 μmol·L-1；110 g·L-1为-0.73 μmol·L-1）, 这或许由于高盐度水体与气相中较高的CO2交换速率促进了CO2的溶解[38]. 从整体上来看, 白洋淀底泥中土著微生物代谢更为活跃.
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Q为青海湖底泥样品, B为白洋淀底泥样品, S1、S2和S3各组处理盐度分别为0, 11和110 g·L-1 图 5 盐度梯度胁迫21 d后各组甲烷氧化和二氧化碳生成量 Fig. 5 Methane oxidation and carbon dioxide formation in each group after 21 days of salinity gradient stress |
分析同一湖泊不同盐度组数据发现, 在青海湖底泥中, S2组的CH4消耗量最高（481.67 μmol·L-1）. 但在白洋淀底泥中, 随着盐度的升高, CH4消耗减少, 甲烷氧化的速率和盐度呈现负相关. 已有报道表明淡水系统中甲烷氧化能力随盐度的提高而明显下降[40], 针对厌氧甲烷氧化的微宇宙培养实验同样证明淡水系统中的DAMO菌群在盐度胁迫下出现氧化能力的减弱[41]. 青海湖底泥与白洋淀底泥在同样盐度下的甲烷氧化能力的差异与土著微生物群落结构的差异密切相关.
图 6是盐度胁迫21 d后各组硝酸盐和亚硝酸盐的浓度变化结果. 亚硝酸盐浓度在培养后均上升, 在白洋淀底泥培养体系中培养盐度越高产亚硝酸盐浓度越高, B-S3组在110 g·L-1盐度胁迫21 d后亚硝酸盐浓度提高了13.92 mg·L-1. 各盐度组白洋淀底泥系统的硝酸盐浓度培养后均减少, 但B-S2组减少幅度明显较其他两组低. B-S1组的硝酸盐消耗量显著高于亚硝酸盐生成量, 其硝酸盐的消耗量为7.96 mg·L-1, 而亚硝酸盐生成量为0.85 mg·L-1, 说明白洋淀底泥盐度为0 g·L-1的处理组亚硝酸盐消耗速率显著高于其他两组. 这与Li等[42]的实验结果一致, 高盐度胁迫会富集耐盐单胞菌, 使菌群进行部分反硝化, 从而富集亚硝酸盐.
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Q为青海湖底泥样品, B为白洋淀底泥样品, S1、S2和S3各组处理盐度分别为0、11和110 g·L-1 图 6 盐度梯度胁迫21 d后各组无机氮素的浓度 Fig. 6 Concentration of inorganic nitrogen in each group after 21 days of salinity gradient stress |
在青海湖底泥系统中, 各盐度处理组亚硝酸盐生成速率和硝酸盐消耗速率较白洋淀底泥低, 说明青海湖底泥中反硝化功能微生物活性较低. 考虑到高盐环境中常检出的厌氧甲烷氧化过程为硫酸盐耦合型厌氧甲烷氧化（sulphate-reduction-dependent anaerobic methane oxidation, SAMO）[43, 44], 且原始土壤中其他种类电子受体并未完全去除, 在本研究中可能有其他电子受体参与了甲烷氧化过程.
图 7是培养21 d后各组氧化亚氮的生成量数据. 培养过程中各组均有氧化亚氮生成, 说明在两湖底泥中均存在产氧化亚氮的反硝化过程. 其中青海湖底泥的氧化亚氮产生量（0 g·L-1为8.88 μmol·L-1；11 g·L-1为1.69 μmol·L-1；110 g·L-1为5.37 μmol·L-1）远低于白洋淀底泥（0 g·L-1为0.15 μmol·L-1；11 g·L-1为263.60 μmol·L-1；110 g·L-1为621.64 μmol·L-1）, 这与无机氮底物的消耗情况相一致, 再次证明青海湖底泥中反硝化过程不如白洋淀底泥中活跃. 白洋淀的富营养化可能导致了底泥反硝化菌群的丰度较高[45, 46]. 在白洋淀底泥的气体检测结果中, 可以看到随盐度升高氧化亚氮的生成量增加. 但在青海湖底泥结果中, 盐度为原始样品盐度的Q-S2组观察到最低的氧化亚氮产生量（1.69 μmol·L-1）. 微生物系统中活跃的DAMO过程会减少同等反硝化条件下N2O的排放量, Q-S2的氧化亚氮检测结果同样印证了该组DAMO过程最为活跃.
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（a）、（b）和（c）为不同纵坐标范围的各组N2O生成量, Q为青海湖底泥样品, B为白洋淀底泥样品, S1、S2和S3各组处理盐度分别为0、11和110 g·L-1 图 7 盐度梯度胁迫21d后各组氧化亚氮生成量 Fig. 7 Nitrous oxide production in each group after 21 days of salinity gradient stress |
结合甲烷的数据可以发现, 当青海湖底泥盐度为采集的原始样地盐度时, 甲烷的消耗量最多. 在对海洋沉积物的研究中发现海洋中甲烷氧化速率在原始海水盐度（20.5‰）时最佳[22]. 根据本研究的实验结果推测, 对于盐湖底泥其厌氧甲烷氧化过程受盐度变化影响与海洋沉积物类似, 底泥在原始环境盐度下培养时有最佳的AOM效果. 当湖水盐度因外界扰动而改变时, 底泥中微生物群落结构遭到破坏, 微生物多样性降低, 并影响其功能活性[47], 推测白洋淀和青海湖底泥中的土著DAMO功能微生物同样会受到盐度变化的影响.
2.4 水体盐度变化对不同湖泊底泥DAMO特征菌丰度的影响培养21 d后DAMO特征菌的丰度如图 8所示. DAMO古菌ANME-2d M. nitroreducens在21 d培养后白洋淀底泥中的相对丰度显著高于青海湖底泥, 在青海湖底泥中, 盐度为11 g·L-1的处理组中M. nitroreducens的相对丰度青海湖各处理组中最高, 而在白洋淀底泥中, 盐度为白洋淀原始盐度的处理组中M. nitroreducens在白洋淀各处理组中的相对丰度更高. 在各白洋淀底泥处理组中, 随培养盐度的提高M. nitroreducens丰度持续下降, 在盐度最高的110 g·L-1组丰度仅为原始盐度处理组的42.3%. DAMO细菌NC10 M. oxyfera在21 d培养后青海湖底泥中的相对丰度显著高于白洋淀底泥中的相对丰度. 在青海湖底泥中, 盐度为11 g·L-1的处理组中M. oxyfera的相对丰度在青海湖各处理组中最高. 但盐度为0 g·L-1的组M. oxyfera相对丰度与11 g·L-1组较为接近. 而在白洋淀底泥中, 同样是原始盐度处理组M. oxyfera相对丰度更高, 且110 g·L-1组丰度仅为原始盐度处理组的12.2%. 经过盐度梯度胁迫培养, 青海湖底泥中DAMO古菌相对丰度更高, 白洋淀底泥中DAMO细菌相对丰度更高. 因此, 在青海湖底泥原始环境盐度11 g·L-1的处理组中两种DAMO特征菌的相对丰度最高. 同样, 白洋淀底泥中原始环境盐度的处理组中两种DAMO特征菌的相对丰度最高. Li等[48]对DAMO富集产物进行了盐度在0.14%~25%范围的梯度实验, 发现该富集产物中DAMO菌群丰度和DAMO过程功能随盐度升高而降低, 其中DAMO细菌在低盐度范围（≤5%）对盐度升高抵抗性强于DAMO古菌, 但在更高盐度丰度会显著下降. 说明盐度的升高会导致DAMO特征菌丰度的降低.
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S1、S2和S3各组处理盐度分别为0、11和110 g·L-1, 相对丰度以DAMO特征16S基因拷贝数/16S rRNA基因拷贝数计算 图 8 盐度梯度胁迫21 d后DAMO特征菌相对丰度 Fig. 8 Relative abundance of DAMO characteristic microbial species in each group after 21 days of salinity gradient culture |
（1）白洋淀底泥中有机质含量更高, 青海湖底泥中碳储量相对更大. 盐度与湖泊底泥中微生物多样性和甲基氧化微生物多样性呈显著负相关.
（2）湖泊底泥对盐度胁迫的响应与土著微生物群落结构密切相关, 青海湖底泥在其原始盐度下培养时其甲烷氧化能力优于其他盐度组, 氧化亚氮的产量也更低. 说明高盐度湖泊中的DAMO菌群经过长期的筛选和驯化后能够适应其生境盐度.
（3）两种DAMO特征菌ANME-2d M. nitroreducens和NC10 M. oxyfera均在青海湖、白洋淀原始样品盐度处理组中丰度最高. 在原始样品盐度基础上提高或降低盐度都会抑制底泥中的DAMO过程, 导致甲烷消耗量的减少和氧化亚氮生成量的增加.
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