2025, Vol. 46
2. 中国海洋大学海洋环境与生态教育部重点实验室, 青岛 266100;
3. 中国海洋大学山东省海洋环境地质工程重点实验室, 青岛 266100;
4. 中国市政工程华北设计研究总院有限公司, 天津 300074
2. Key Laboratory of Marine Environment and Ecology, Ministry of Education, Ocean University of China, Qingdao 266100, China;
3. Shandong Provincial Key Laboratory of Marine Environment and Geological Engineering, Ocean University of China, Qingdao 266100, China;
4. North China Municipal Engineering Design & Research Institute Co., Ltd., Tianjin 300074, China
滨海湿地由于植物光合固碳和碳沉积埋藏等过程, 单位面积的固碳速率可达陆地森林生态系统的10倍以上[1], 被认为是固碳最有效的生态系统[2]. 因此, 滨海湿地在促进土壤有机碳(SOC)储存和调控全球碳循环方面发挥着至关重要的作用[3]. 然而, 由于人类活动, 湿地土壤盐渍化加剧, 植被退化和固碳能力降低. 利用生物质废弃物制备生物炭, 实现不稳定有机碳向稳定有机碳转化, 被认为是增加滨海湿地土壤碳含量和构建稳定土壤碳库的新途径[4].
不同热解温度制备的生物炭具有不同的固碳潜力[5]. 低温生物炭(300~500℃)具有更多的脂肪族碳, 可为微生物提供更多的溶解性有机碳(DOC). 而高温生物炭(500~700℃)具有更多的芳香族碳[6], 不易被生物降解, 更加稳定[7]. 生物炭的这种抗微生物矿化分解能力称为生物稳定性[8]. 此外, 生物炭在自然环境中具有的长期抗氧化性称为化学稳定性. 目前对生物炭固碳效果的研究主要集中在生物炭制备的热解温度上, 而从生物炭的化学稳定性和生物稳定性等多角度探究热解温度对生物炭固碳潜力的影响还鲜有开展.
生物炭通过影响SOC的矿化调节土壤固碳能力. 目前, 生物炭对SOC矿化的作用主要包括激发效应和抑制效应[9], 导致这种相反结果的原因可能是生物炭碳稳定性和土壤类型的差异[10]. Ling等[11]研究发现低温生物炭对SOC矿化起到显著激发效应, 主要是由于生物炭为微生物提供良好生境与能量供应, 促进微生物生长代谢. 相反, Kan等[12]研究发现生物炭的添加对于SOC矿化有抑制效应, 表现为SOC含量增加, CO2的释放量减少. 影响SOC矿化的潜在机制包括两方面, 一方面微生物碳源从天然SOC转换到生物炭, 群落结构和功能发生变化, 矿化活性降低[13]；另一方面, 生物炭吸附SOC并且促进土壤团聚体的形成, 保护SOC免受微生物的降解, 从而减缓SOC的矿化速率[14]. 然而, 不同生物炭碳组分和滨海湿地含盐土壤对SOC矿化的影响效果还不清楚, 关键作用路径还没有定量的方法来研究. 偏最小二乘路径模型(PLS-PM)能分析不同变量之间的相互作用[15], 本文通过PLS-PM定量化计算有机碳、团聚体含量和稳定性等因素的相关性系数, 阐明生物炭影响矿化的作用路径.
利用室内实验和模型方法来探究以下目的：①评估不同热解温度制备生物炭的化学稳定性和生物稳定性, 筛选固碳潜力较佳的生物炭(BC)；②添加不同量BC下, 研究滨海湿地SOC矿化规律、SOC含量和土壤团聚特性等；③通过PLS-PM模型, 阐明生物炭影响滨海湿地SOC矿化的作用路径；以期为滨海湿地土壤固碳提供依据.
1 材料与方法 1.1 实验材料浒苔(Enteromorpha prolifera)购自中国海洋大学生物技术有限公司. 将浒苔制备成生物炭是资源化利用的一种方法. 浒苔粉置于气氛炉中, 以5 ℃·min-1的升温速率分别升温至300、400、500和600℃并停留2 h, 冷却至室温后取出, 研磨过2 mm筛, 得到浒苔生物炭, 标记为BC300、BC400、BC500和BC600, 后缀数字表示热解温度. 土壤采集自黄河三角洲滨海湿地(0~20 cm), 盐度(质量分数)为5.83‰, 经自然风干后研磨过2.5 mm筛, 于室温下保存.
1.2 生物炭的性质及表征生物炭的灰分含量采用标准方法(GB/T 6438-92)测定；pH值使用酸度计(PHC101, Hach, 美国)在固水比1∶20 (质量比)的去离子水中测定；比表面积用比表面积仪(Autosorb-iQ3, 美国)测定；C、H、N和O元素含量用元素分析仪(Vario ELIII, Elementar, 德国)测定；表面官能团通过傅立叶变换红外光谱法(FTIR, Tensor 27, 德国)表征.
1.3 生物炭的化学稳定性测定生物炭的化学稳定性通常通过K2Cr2O7的化学氧化来评价[16], 可以模拟生物炭在自然环境中的长期抗氧化性能. 称取0.1 g生物炭加入到50 mL具塞管中. 配制0.1 mol·L-1 K2Cr2O7与2 mol·L-1 H2SO4的混合液作为氧化剂与生物炭混合, 在55 ℃恒温水浴中加热60 h, 过滤后在分光光度计585 nm下测定吸光度, 确定化学氧化碳损失量.
1.4 生物炭的生物稳定性测定生物炭的生物稳定性通过微生物降解实验进行表征[17]. 称取0.2 g生物炭和2 g石英砂, 放入20 mL真空玻璃瓶内, 分别加入0.3 mL营养液和接种液, 在30℃温度下, 密闭培养24 h, 测定真空瓶内CO2浓度, 随后暴露在空气, 直到下次测样. 整个培养周期持续60 d, 分别在第1、4、12、24、36、48和60 d进行采样测定, CO2的测定采用气相色谱法[18].
1.5 土壤矿化实验设计上述实验筛选出固碳潜力较佳的生物炭为BC, 根据生物炭与土壤的质量分数分别为0.0%BC(CK)、0.1%BC(BC1)、1.5%BC(BC2)及3%BC(BC3)共设置4个处理组, 每组3个平行. 测定不同生物炭添加量下SOC矿化的差异. 实验开始前, 将土壤预培养7 d后. 称取40 g土壤, 保持土壤水分为田间持水量的60%. 在恒温培养的第1、3、5、10、15、22、29、36、44、52和60 d取样, 采用碱液吸收法测定CO2的释放量[19]. 在培养的第1、22和60 d取样测定SOC含量, 培养周期结束后, 测定土壤团聚特性.
1.6 土壤有机碳测定SOC含量通过重铬酸钾外加热法进行测定[20]. 土壤DOC使用总有机碳(TOC)分析仪(岛津TOC-V CPN, 日本)测定[21].
1.7 土壤团聚体测定使用湿筛法将土壤样品按4个水稳定团聚体等级进行测定[22]：①巨型团聚体(> 2 mm)、②大团聚体(0.25~2 mm)、③微团聚体(0.053~0.25 mm)和④泥沙黏土(< 0.053 mm). 称取20 g土样倒入土筛上, 加蒸馏水静置5 min, 将套筛在2 min内以3 cm的振幅上下振动50次. 将各筛层团聚体60℃烘干, 称量. 利用水稳性团聚体的平均质量直径(MWD)和几何平均直径(GMD)表征团聚体稳定性.
1.8 数据处理与分析利用SPSS 25.0以及Origin 2023进行数据分析和绘图, 表中数据以平均值±标准差表示. 采用Smart PLS4.0软件进行PLS-PM路径分析, 用于量化生物炭对滨海湿地SOC矿化的作用路径.
2 结果与讨论 2.1 生物炭特性及表征 2.1.1 理化性质300~600℃热解温度下制备的浒苔生物炭, 其理化性质如表 1所示. 结果显示, 随着温度的提升, 灰分含量增加, 生物炭产率下降, pH和电导率升高, 表明浒苔中大多数的挥发性物质不断损失[23], 碱性矿物在热解过程中分离[24]. 在元素组成方面, 热解温度升高使得生物炭中C的比例升高. 较低的H/C表示较高的芳香型[25]. 与BC300相比, BC600的H/C降低了52.1%, 说明热解温度高的生物炭的芳香性越强[26].
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表 1 生物炭的理化性质 Table 1 Physicochemical properties of biochars |
2.1.2 FTIR光谱
生物炭表面有机官能团的形成主要由热解温度决定[27]. 300~600℃下制备浒苔生物炭的傅里叶红外光谱变化如图 1(a)所示. 随着热解温度的升高, 3 400 cm-1和1 635 cm-1处分别对应—OH和C=O趋于消失, 表明热解过程中水分蒸发和有机官能团开裂[28]；而1 150 cm-1处的C—O和609 cm-1处的C—C逐渐增强, 与H/C结果呈现一致. 表明高温生物炭碳组分发生变化, 芳香碳结构所占的比例提高, 有利于生物炭的碳稳定[29].
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图 1 不同热解温度生物炭的结构特征和稳定性 Fig. 1 Structural characteristics and stability of biochars at different pyrolysis temperatures |
不同热解温度生物炭的化学稳定性如图 1(b)所示, 随着制备生物炭温度的升高, 热解碳损失差异并不显著. 氧化碳损失排序为：BC300 > BC400 > BC500 > BC600. BC600相较于BC300降低了18.6%, 说明高温热解生物炭的化学稳定性强于低温热解生物炭. 这可能与浒苔纤维素和半纤维素分解生成的芳香族碳结构有关[30], 从而提高了生物炭的化学稳定性[31]. 随着热解温度从300℃升至600℃, 生物炭的碳保留量从24%提高到36%, 能够向土壤封存更多的稳定性有机碳.
2.2.2 生物炭的生物稳定性生物炭在60 d内的CO2排放速率和累计排放量呈现一致的变化趋势见图 1(c)~1(d). 除BC600以外的生物炭, CO2的排放速率在碳源消耗期内(前24 d)显著下降, 累计排放量呈上升趋势；24 d后, CO2排放速率和累计排放量变化缓慢. 60 d后, BC600组CO2累计排放量(以C计, 下同)为1.14 mg·g-1, 仅相当于生物炭内约0.2%的碳被矿化为CO2. 而BC300组CO2累计排放量最高, 为15.08 mg·g-1, 相当于生物炭内约3.5%的碳被矿化为CO2. 原因可能是芳香族化合物随着热解温度升高而形成, 使生物炭更加顽固且难以被微生物利用[32], DOC含量较低, 生物矿化减少[33]. 因此, BC600的生物稳定性最好, 固碳潜力较佳.
2.3 土壤有机碳矿化特征 2.3.1 生物炭对土壤有机碳矿化的影响将筛选出的固碳潜力较佳生物炭按照不同添加量0%BC(CK)、0.1%BC(BC1)、1.5%BC(BC2)和3%BC(BC3)添加到土壤, SOC矿化速率与累计矿化量变化如图 2所示. 整体上, 不同生物炭添加量处理下, 矿化速率在快速矿化阶段(1~22 d)迅速降低, 随后在缓慢矿化阶段(22~60 d)趋于稳定. 60 d后, CO2累计矿化量排序为：CK > BC1 > BC3 > BC2, 与CK相比, BC2的累计矿化量(以C/soil计)最低, 仅为36.5 mg·kg-1, 降低了19.1%, 效果最佳. SOC快速矿化与新鲜生物炭释放的不稳定碳有关[34], 这种效应通常是短期的. 缓慢矿化阶段碳源相继分解完毕[35], 矿化速率和矿化量逐渐降低, 这可能与生物炭诱导的微生物群落功能变化有关. 微生物群落向以低碳周转(高碳利用效率)的结构转变[36], 微生物呼吸作用产生的CO2-C与生物量的比值保持在较低水平[37], 矿化活性低, 使微生物对SOC更倾向于同化而非降解.
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CK表示空白组, BC1表示0.1%的生物炭添加量, BC2表示1.5%的生物炭添加量, BC3表示3%的生物炭添加量 图 2 不同添加量生物炭对土壤有机碳矿化的影响 Fig. 2 Effects of different additions of biochars on soil organic carbon mineralization |
不同生物炭添加量下SOC含量的动态变化如图 3(a)所示. 培养至22 d, SOC含量变化幅度较大, BC2和BC3处理的SOC含量显著高于CK与BC1. 培养至60 d, BC1、BC2和BC3的SOC含量分别是CK组的1.83、3.59和3.94倍. 生物炭稳定性使其在土壤中长期存在[38], 因此SOC含量随培养时长延长而累积增加[39]. 此外, 生物炭还可促进土壤团聚体的形成, 稳定SOC并减少微生物矿化速率[40].
DOC尽管只占SOC的一小部分, 但因其流动性会影响土壤生物活性[41], 因此, 需要关注生物炭对DOC含量的影响. 图 3(b)中, 生物炭对DOC含量的影响出现先增加后降低的趋势. 培养至22 d, 与CK对比, BC2和BC3分别使DOC含量增加了74.5%和77.7%, 但此阶段碳矿化速率却降低. 这可能是由于生物炭增强了对DOC的吸附, 抑制DOC矿化过程[42]. 此外, 600 ℃生物炭衍生的DOC芳香成分高, 导致生物利用度低, KDOC(DOC矿化产生CO2的反应速率)小于KSOC(SOC矿化产生CO2的反应速率)[43], 所以矿化速率与DOC浓度负相关.
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CK表示空白组, BC1表示0.1%的生物炭添加量, BC2表示1.5%的生物炭添加量, BC3表示3%的生物炭添加量 图 3 不同添加量生物炭对土壤有机碳含量的影响 Fig. 3 Effects of different additions of biochars on soil organic carbon content |
不同生物炭添加量对土壤团聚体分布的影响如图 4(a)所示. 大团聚体(0.25~2 mm)是主导组分, 占比为27.5%~35.7%；微团聚体(0.053~0.25 mm)第二占比为24.4%~27.9%；巨型团聚体(> 2 mm)第三占比为20.5~22.2%；泥沙黏土(< 0.053 mm)最少占比为17.1%~25.7%. 生物炭添加后, 大团聚体与微团聚体部分增加显著, 而BC2处理下的大团聚体含量最高. 随着生物炭用量的增加, 土壤团聚体稳定性指标如图 4(b)所示, 呈先增加后降低的趋势, BC2处理后的平均质量直径(MWD)和几何平均直径(GMD)最大, 团聚体的稳定性越强[44]. 这可能是由于不同生物炭添加量可以通过影响微团聚体内相关SOC含量来改变大团聚体和微团聚体的比例, 从而影响土壤团聚体的稳定性[45], 而大团聚体的存在为SOC提供了物理保护[46]. 而过高生物炭添加量可能会使大团聚体破碎, 微团聚体含量增加, 不利于改善土壤质量和SOC封存.
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CK表示空白组, BC1表示0.1%的生物炭添加量, BC2表示1.5%的生物炭添加量, BC3表示3%的生物炭添加量 图 4 不同添加量生物炭对土壤团聚特性的影响 Fig. 4 Effect of different additions of biochars on soil ag glomeration characteristics |
建立PLS-PM模型来量化生物炭降低SOC矿化的作用路径(见图 5). 圆圈之间箭头上的路径系数(β)代表了潜变量的总效应. 正值表示对结果有正面影响, 反之亦然. 该值的大小表明影响的强度. 生物炭从土壤碳含量和土壤团聚体两方面影响SOC矿化. 生物炭(β = 0.879)对土壤碳含量具有较强的正效应, 添加生物炭后, SOC和DOC含量显著增加, 主要是生物炭中稳定碳含量较高, 不易被微生物利用, 因此对有机碳矿化具有一定的抑制作用(β = -0.310), 实现土壤碳固定. 另一方面, 生物炭在土壤团聚体的形成和稳定性方面起着重要作用(β = 0.867), 增加了大团聚体(β = 0.944)和微团聚体(β = 0.684)的含量. 团聚体的稳定性指标, MWD和GMD的显著增加与大团聚体含量的变化一致, 表明通过增加大团聚体含量可以提高土壤团聚体的稳定性. 而团聚体能够对SOC进行物理包裹, 既有利于土壤碳固定(β =0.695)又抑制了SOC矿化(β = -0.784). 而团聚体对有机碳矿化的负效应最高, 这也说明了生物炭主要通过介导大团聚体的形成抑制SOC的矿化.
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图 5 生物炭降低SOC矿化的PLS-PM Fig. 5 PLS-PM of biochars reducing SOC mineralization |
(1) 随着热解温度从300℃上升到600℃, 热解和氧化后生物炭碳保留量从24%提高到36%, 微生物矿化量由3.5%降到0.2%, 600℃生物炭的碳稳定性最高, 固碳潜力较佳.
(2) 生物炭能够显著抑制滨海湿地SOC矿化, 添加0.1%~3%的生物炭使SOC含量增加了1.83~3.94倍, 土壤累积矿化量降低了3.43%~19.1%. 其中1.5%添加量的生物炭显著提高了大团聚体的比例和稳定性, 矿化速率最低, 固碳效果最好.
(3) 生物炭通过影响SOC含量和土壤团聚体两方面影响SOC矿化. 一方面是生物炭释放的稳定碳含量较高, 不易被微生物利用, 矿化速率较低；另一方面, 生物炭增加大团聚体含量提高团聚体的稳定性, 对SOC进行物理包裹, 既有利于碳封存又抑制了SOC矿化.
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