2024, Vol. 45
2. 青海省高寒草地适应性管理重点实验室, 西宁 810016;
3. 青海大学三江源区高寒草地生态教育部重点实验室, 西宁 810016
, ZHANG Chun-ping1,2,3 , DONG Quan-min1,2,3
, YANG Zeng-zeng1,2,3 , ZHANG Xiao-fang1,2,3 , HUO Li-an1,2,3 , CAO Quan1,2,3 , ZHANG Zheng-she1,2,3 , YU Yang1,2,3 , YANG Xiao-xia1,2,3
2. Qinghai Provincial Key Laboratory of Adaptive Management on Alpine Grassland, Xining 810016, China;
3. Key Laboratory of the Alpine Grassland Ecology in the Three Rivers Region, Ministry of Education, Qinghai University, Xining 810016, China
青藏高原高寒草地是我国重要的生态保护区, 具有重要的生产生态功能, 不仅为该区域的草地自然资源与生态维持提供保障, 也为高寒草地畜牧业提供了物质基础[1]. 近年来, 过度放牧已造成高寒草地严重退化, 优质饲草短缺, 草畜矛盾加剧. 为实现草畜平衡和提高草地生产力, 在高寒地区建植人工草地已成为遏制天然草地退化的重要途径[2]. 当前, 大面积的退化天然草地已被改建为人工草地, 开启了种草养畜与天然草场相协调、生产功能与生态功能相协调的新模式, 以此来提高草畜之间的平衡[3 ~ 5]. 因此, 在高寒地区建植人工草地, 加强对草地畜牧业的科技和物质投入, 是实现草畜可持续发展的必由之路, 充分利用当地特有的优良牧草种质资源建植多年生人工草地, 已成为区域化草地建植的核心技术[6, 7].
人工草地与天然草地生产生态功能协调过程中, 营养元素平衡成为影响草畜平衡关系的重要制约因素之一, 尤其是氮限制[2]. 高寒草地土壤中大部分氮素主要来自大气中的氮沉降、豆科牧草的生物固氮、动植物残体的分解以及家畜的粪便循环等, 然而青藏高原地区长期放牧虽然促使草地的产出增加, 但同时导致土壤的氮含量急剧下降, 严重限制了草地生产潜力的发挥[8 ~ 10]. 施氮作为补充草地氮含量的直接手段, 显著影响草地生态系统的结构和功能, 进而影响草地土壤微生物多样性和结构[11], 一定程度上弥补了草地因长期放牧而引起的土壤氮素缺失. 不同的植物和群落对于无机态氮和可溶性有机氮的吸收存在差异, 而不同形态氮添加能够有效补充草地的氮素营养[12, 13]. 草地土壤微生物群落是土壤与植物联系的纽带, 也是土壤中最重要的生物类群, 其较高的数量和多样性对于维持草地生态系统的功能十分重要, 不同类型的微生物群落在元素生物化学循环中具有不同的生态功能[14, 15]. 土壤微生物参与凋落物分解和腐殖质形成, 在改善土壤肥力方面至关重要, 而土壤养分含量往往对于草地植物群落具有重要作用[16, 17]. 郭倩[18]研究表明, 氮添加降低了土壤细菌和真菌群落的网络复杂性, 但对土壤全氮、速效氮、全磷和速效磷无显著影响, 而田沐雨等[19]的研究结论与此不一致, 这很大程度上是由于试验区环境和土壤性质不一致造成的. 因此, 在青藏高原高寒人工草地的基础上开展氮添加试验是很有必要的. 李阳等[20]在不同形态氮添加对土壤影响的结果中发现, 不同形态氮添加改变了土壤中无机氮的含量, 显著提高了土壤净氮矿化潜力并提高了土壤微生物的活性；此外, 不同形态氮添加还会增加土壤微生物菌群的丰度[21]. 因此, 氮添加对土壤养分和微生物群落结构的影响是显而易见的. 近年来, 人为因素不断作用于青藏高原高寒草地, 促使草畜矛盾仍不断加剧, 通过氮添加影响土壤养分含量和土壤微生物群落结构, 进而间接维持草地生态系统良性循环的手段已显得愈发关键.
综上所述, 以往研究仅针对天然草地开展了单一的或复合的氮添加试验, 而不同氮素形态对多年生高寒栽培草地土壤理化性质和土壤微生物群落影响的研究未见报道. 因此, 为改善高寒地区多年生人工草地土壤质量, 大力发展高寒地区草地畜牧业, 缓解草畜压力, 本文以高寒栽培草地为研究对象, 设置3种形态氮肥, 开展不同形态氮素添加试验, 通过对土壤理化性质和微生物群落的测定, 探究不同形态氮添加对土壤养分和微生物群落的影响, 旨在为高寒地区多年生栽培草地最佳氮肥的选择提供科学指导.
1 材料与方法 1.1 研究区概况试验区位于青海省海南藏族自治州共和县巴卡台农牧场（100°55'E, 36°17'N）, 平均海拔3 300 m, 年平均降水量为300 mm, 年蒸发量在2 000~2 400 mm之间, 年平均气温为4.1℃. 试验区冬季寒冷漫长, 夏季温和短暂, 年内干旱少雨且温度偏低, 气温垂直分布明显, 太阳辐射强, 具有高原大陆性气候特征. 降水季节性分布不均, 主要集中在7~10月. 试验地土壤为高山草甸土和黄绵土.
1.2 试验设计于2022年6月, 在青海省海南藏族自治州共和县巴卡台农牧场以建植4龄的青海草地早熟禾（Poa pratensis Qinghai）+青海中华羊茅（Festuca sinensis Qinghai）混播草地为研究对象, 以不施肥（CK）作为对照, 设置3个不同氮素形态处理, 分别为U：尿素（酰胺态氮）、A：硫酸铵（铵态氮）和N：硝酸钙（硝态氮）, 各处理的氮素施用量均为67.5 kg·（hm2·a）-1. 采用随机区组设计, 每个处理设有3个重复, 共12个小区, 小区面积为4 m × 4 m, 小区之间间隔5 m. 将称好的肥料分为等量的2份, 分别于6月上旬和下旬加到2 L水中溶解摇匀后装入喷壶, 均匀喷洒在相应的小区内, CK处理喷洒等量的水. 在2022年8月上旬对土壤样品进行取样.
1.3 样品采集与分析 1.3.1 土壤样品采集采用随机取样方法采集土壤样品, 在每个小区内以对角线取样法设置5个采样点, 在采样过程中, 小心清除杂草和较大的砾石, 之后用直径3.5 cm的土钻采集0~20 cm土层土壤, 混合均匀后分为3份, 其中1份被风干和研磨, 自然风干后一部分过1 mm筛用于测定速效养分含量, 1份过0.25 mm筛用于测定全量养分含量, 将另外1份混匀土样装满50 mL灭菌离心管并在-80℃保存, 进行微生物高通量测序.
1.3.2 土壤理化性质测定参照鲍士旦[22]的土壤农化分析方法, 进行土壤理化性质的测定. 土壤pH值和电导率分别使用pH计和电导率仪进行测定（水土比为5∶1）；采用重铬酸钾（K2Cr2O7）氧化法和硫酸亚铁（FeSO4）反滴定法测定土壤有机碳；全磷含量采用碱熔⁃钼锑抗比色法测定；碱解氮含量采用碱解-扩散法进行测定；速效磷采用碳酸氢钠（NaHCO2）浸提分光光度法进行测定；利用元素分析仪对土壤全碳和全氮进行测定. 铵态氮和硝态氮采用全自动间断化学分析仪（Clever Chem 380）测定. 另用烘干法测定0~20 cm土层土壤含水量, 重复3次.
1.3.3 土壤微生物群落的测定委托杭州联川生物科技有限公司, 采用高通量测序法分别对土壤细菌和真菌进行基因序列测定. 采用CTAB法对样本进行微生物组总DNA的提取, 通过琼脂糖凝胶电泳法检测DNA提取质量, 同时采用紫外分光光度计对DNA进行定量. 进行引物PCR扩增时, PCR产物经2%琼脂糖凝胶电泳确证. PCR产物由AMPure XT beads（Beckman Coulter Genomics, Danvers, MA, USA）纯化, PCR扩增产物通过2%琼脂糖凝胶电泳法进行检测, 回收采用AMPure XT beads回收试剂盒. 对纯化后的PCR产物使用Agilent 2100生物分析仪（Agilent, 美国）和Illumina（Kapa Biosciences, Woburn, MA, 美国）的文库定量试剂盒进行评估, 检验合格后上机测序.
1.4 数据分析与作图采用Microsoft Excel 2010进行原始数据的整理, 运用SPSS 27.0进行数据统计分析：采用单因素方差分析（P < 0.05）检验不同氮素添加方式下土壤理化性质和微生物群落结构的差异. Venn图、物种组成柱状图、主坐标分析（principal coordinates analysis, PCoA）以及冗余分析（redundancy analysis, RDA）均由杭州联川生物公司云平台完成.
2 结果与分析 2.1 土壤理化性质分析从表 1可以看出, 氮添加显著提高了土壤全效养分和土壤电导率（EC）、有机碳（SOC）、铵态氮（NH4+-N）、硝态氮（NO3--N）和碱解氮（AN）含量（P < 0.05）, 但对土壤含水量（SWC）的影响不显著. U处理显著降低了土壤pH, A和N处理与对照比较, 没有显著差异. 此外, 本研究发现不同形态氮添加对各指标的影响有所差异. 就土壤SOC和全氮（TN）含量而言, U处理的促进作用显著高于A和N处理（P < 0.05）. A处理下土壤EC和NH4+-N含量显著高于其他处理, N处理显著提高了土壤NO3--N含量、AN含量和全碳（TC）含量（P < 0.05）, N处理下AN含量相比CK提高了58.97%. A处理下ω[速效磷（AP）]最高, 为4.98 mg·kg-1, 相比CK提高了56.11%. 氮添加对TN含量的影响最为显著, U、A和N处理较CK分别提高了171.43%、110.71%和146.43%. N处理下土壤ω（TC）最高, 为32.86 g·kg-1, A处理下土壤ω[全磷（TP）]最高, 为0.59 g·kg-1.
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表 1 不同氮素形态下土壤理化性质的差异1） Table 1 Differences in soil physicochemical properties under different nitrogen forms |
2.2 土壤微生物差异分析 2.2.1 细菌和真菌OTU数量分析
对不同处理下细菌和真菌的OTU进行了韦恩分析, 从图 1（a）可以看出, 本研究从4个处理中共识别出12 247个OTU, 其中不施肥处理样地共识别出5 224个OTU, 占比为42.66%. 不同处理土壤样品中共有的细菌OTU总数有1 407个, 占比为11.49%. CK、U、A和N所特有的OTU数目分别为2 444、2 168、1 605和2 066个, 占比分别为19.96%、17.70%、13.11%和16.87%. 与CK相比较, 3种氮素形态都降低了土壤细菌中的OTU数量, 4种处理下土壤中细菌OTU分布数目由大到小为：CK > N > U > A. 对不同处理下真菌的OTU进行分析发现, 从4个处理中共识别出1 705个OTU, 其中不施肥处理样地共识别出712个OTU, 占比为41.76%[图 1（b）]. 不同处理土壤样品中共有的真菌OTU总数有197个, 占比为11.55%. CK、U、A和N所特有的OTU数目分别为266、224、296和273个, 占比分别为15.60%、13.14%、17.36%和16.01%. 与CK相比较, A和N处理增加了土壤真菌中的OTU数量, 而U处理降低了土壤真菌中的OTU数量. 4种处理下土壤中真菌OTU分布数目由大到小为：A > N > CK > U.
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图 1 不同氮素形态下细菌和真菌OTU数量 Fig. 1 Number of bacterial and fungal OTU under different nitrogen forms |
为研究不同形态氮添加对多年生高寒栽培草地土壤细菌群落和真菌群落的影响, 在门水平作了优势菌群比较（图 2）. 在门水平上, 对照与氮添加处理方式下优势菌群包括放线菌门（Actinobacteriota）、变形菌门（Proteobacteria）、酸杆菌门（Acidobacteriota）等10个门[图 2（a）]. 氮添加处理的细菌群落中酸杆菌门和浮霉菌门的相对丰度高于CK, 对于酸杆菌门而言, U、A和N处理分别高于CK处理23.08%、31.60%和29.47%；氮添加降低了厚壁菌门、拟杆菌门和疣微菌门的丰度, 其中拟杆菌门的相对丰度显著低于CK处理, CK处理中的拟杆菌门的相对丰度分别高于U、A和N处理35.24%、53.79%和22.06%（P < 0.05）. 总体来看, 不同氮素形态处理下土壤细菌和真菌群落在门水平组成上相似, 但少数菌门的相对丰度存在差异.
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图 2 不同氮素形态下细菌和真菌门水平群落结构组成 Fig. 2 Composition of horizontal community structure of bacteria and fungi under different nitrogen forms |
在门水平上, 已鉴定的真菌群落优势门有子囊菌门（Ascomycota）、担子菌门（Basidiomycota）、真菌未分类（Fungi_unclassified）和球囊菌门（Glomeromycota）等[图 2（b）]. 氮添加与对照相比较, 优势真菌门的丰度存在显著差异, U处理降低了子囊菌门的相对丰度, 但增加了担子菌门的相对丰度, A和N处理虽然显著增加了子囊菌门的相对丰度, 但也显著降低了担子菌门的相对丰度（P < 0.05）. 另外, 氮添加增加了接合菌门的相对丰度, 尤其是A处理增加最为显著, 与CK相比较, U、A和N处理分别增加了80.00%、249.38%和92.50%.
图 3对不同形态氮添加处理方式下土壤细菌和真菌的优势属做了进一步比较分析. 如图 3（a）所示, 已鉴定的细菌优势属有Geminicoccaceae_unclassified、芽单胞菌科未定名属（Gemmatimonadaceae_unclassified）等相对丰度大于1%的20个属. 相对丰度排名前5位的细菌属相比较, 氮添加增加了Gemmatimonadaceae_unclassified、Vicinamibacteraceae _unclassified、Vicinamibacterales_unclassified的相对丰度, 降低了鞘氨醇单胞菌属的相对丰度. 其中, 氮添加对Vicinamibacteraceae_unclassified相对丰度的影响最为显著, U、A和N处理相较于CK处理相对丰度分别增加31.16%、64.32%和53.77%.
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图 3 不同氮素形态下细菌和真菌属水平群落结构组成 Fig. 3 Composition of horizontal community structure of bacteria and fungi under different nitrogen forms |
如图 3（b）所示, 已鉴定的真菌优势属为赤霉菌属（Gibberella）、Fungi_unclassified、Ascomycota_unclassified等. 氮添加显著提高了赤霉菌属、被孢霉属和镰孢霉属的相对丰富（P < 0.05）, N处理的赤霉菌属相对丰度分别高于CK、U和A处理81.78%、7.47%和30.23%, U处理的镰孢霉属相对丰度分别高于CK、A和N处理300.78%、58.33%和98.07%. 氮添加显著降低了Agaricomycetes_unclassified的相对丰度（P < 0.05）, 相较于U、A和N处理分别降低了94.00%、77.24%和98.97%, 其中N处理下降最为明显.
2.2.3 细菌和真菌Alpha多样性通过物种丰富度和物种均匀度对不同处理下的细菌和真菌的Alpha多样性做了进一步分析（表 2）. 结果表明, 不同处理下土壤细菌和真菌的Observed_OTU、Shannon、Simpson、Chao1、Pielou-e和Good's_coverage指数在两组间差异均不显著.
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表 2 不同氮素形态下微生物多样性指数的差异 Table 2 Difference in microbial diversity index under different nitrogen forms |
2.2.4 细菌和真菌Beta多样性
基于OTU水平和Bray-curtis距离进一步做了PCoA分析, 结果表明, CK和氮添加处理的土壤细菌群落组成具有明显的差异性, 前两轴共解释了35.93%的群落变异[图 4（a）], 且R > 0（R = 0.385 8）, P < 0.01（P = 0.001）, 表明分组在统计学上差异极显著, 但是U和A处理下细菌群落差异不显著. 此外, 氮添加对真菌群落的Beta多样性没有显著影响[P > 0.05, R > 0, 图 4（b）].
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图 4 土壤细菌和真菌PCoA分析 Fig. 4 PCoA analysis of soil bacteria and fungi |
图 5为不同形态氮添加方式下土壤理化性质与细菌、真菌门水平和属水平丰度的冗余分析. 图5（a）和5（b）为细菌和真菌群落门水平上优势菌门与土壤理化性质的冗余分析, 前者两轴共解释了61.22%的变异, 后者解释了76.59%的变异. 本研究发现SWC、NH4+-N、AN和SOC是影响土壤细菌优势菌门分布的主要因素, 拟杆菌门和变形菌门分布主要受TC的影响, 绿弯菌门分布主要受土壤AN、NH4+-N、TN的影响, 放线菌门分布主要受EC影响. 土壤pH和NH4+-N是影响土壤真菌优势菌门分布的关键土壤因子, 担子菌门分布主要受土壤TC的影响, 球囊菌门分布主要受土壤AN和pH的影响, 接合菌门分布主要受土壤TP含量的影响.图5（c）和5（d）为细菌和真菌群落属水平上优势菌属与土壤理化性质的冗余分析, 前者两轴共解释了67.64%的变异, 后者解释了58.82%的变异. 在对细菌优势菌属和土壤理化性质的相关性分析发现, 土壤NO3--N、NH4+-N和AN是影响土壤细菌优势菌属分布的关键因素. 土壤SOC、SWC和NH4+-N是影响土壤真菌优势菌属分布的关键因素, 木聚糖酶菌属分布主要受土壤SWC和EC的影响, 值得注意的是, 土壤理化性质与伞菌纲未定名属和锥盖伞属两个优势真菌属均呈负相关关系.
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（a）和（b）分别为不同氮形态处理下门水平优势细菌和真菌相对丰度与环境因子之间的RDA分析, （c）和（d）分别为不同氮形态处理下属水平优势细菌和真菌相对丰度与环境因子RDA分析；红色箭头表示环境因子, 蓝色箭头表示微生物丰度；A1~A10分别表示Bacteroidota、Proteobacteria、Actinobacteriota、Firmicutes、Chloroflexi、Gemmatimonadota、Planctomycetota、Acidobacteriota、Myxococcota和Verrucomicrobiota；B1~B7分别表示Fungi_unclassified、Ascomycota、Glomeromycota、Zygomycota、Chytridiomycota、Olpidiomycota和Basidiomycota；C1~C10分别表示Actinomarinales_unclassified、Sphingomonas、Geminicoccaceae_unclassified、Actinobacteriota_unclassified、Blastococcus、Gemmatimonas、WD2101_soil_group_unclassified、Gemmatimonadaceae_unclassified、Vicinamibacterales_unclassified和Vicinamibacteraceae_unclassified；D1~D10分别表示Ascomycota_unclassified、Fungi_unclassified、Gibberella、Neonectria、Claroideoglomus、Mortierella、Fusarium、Fusicolla、Agaricomycetes_unclassified和Conocybe 图 5 土壤理化性质与土壤微生物之间的关系 Fig. 5 Relationship between soil physicochemical properties and soil microorganisms |
前人的研究已证实青藏高原高寒草地生态系统氮限制是影响植物生长的重要因素[23, 24], 且大多集中于施氮量和氮肥配比对草地生态系统功能影响方面的研究[25, 26], 而忽略了氮素形态对草地生产生态功能的影响. 因此本研究重在揭示不同形态氮添加对高寒栽培草地土壤和微生物群落结构的影响, 设置了外源输入相同施氮量的酰胺态氮、铵态氮和硝态氮比较试验, 对不同形态氮素添加方式下土壤理化性质和土壤微生物群落结构进行了分析.
3.1 土壤理化性质对不同形态氮添加的响应土壤养分为植物生长提供营养和良好的环境条件. 有研究表明, 氮添加当年土壤中的氮素主要分布于0~15 cm土层[27]. 而青海草地早熟禾和青海中华羊茅在土壤里面的纵向根系扩展长度在0~20 cm之间, 因此本研究在采集样本时只考虑了氮添加对0~20 cm土层土壤的影响. 本研究发现, 不同形态氮添加不同程度地改善了土壤的理化性质. 首先, 氮添加一定程度了增加了SWC, 但是不同形态氮素处理与对照之间差异不显著. 众所周知, 氮添加在提高植物生产力的同时, 增强了植物的蒸腾速率, 从而降低了SWC, 但是, 当植物地上生物量达到最大值, 植物的耗水量会逐渐较小, 反而会因为氮添加导致土壤中可溶性酚类物质逐渐积累, 从而增加土壤有机质的含量, 进而提高了土壤保水能力, 这与朱锦福等[28]的研究结果相似. 再则, 由于氮添加时间较短, 所以造成的这种变化并不明显. 其次, 氮添加显著提高了土壤EC、SOC、NO3--N、AN、AP、TN、TC和TP含量（P < 0.05）, 这一结论和前人的基本一致[29, 30]. 但是不同氮素形态表现出的促进作用有显著差异, 试验中的3种氮素都易溶于水且属于速效肥, 能快速为贫瘠的土壤补充养分. 就土壤EC、SOC和TN而言, U处理的促进作用显著高于A和N处理（P < 0.05）, 而且氮添加对土壤TN的影响最为显著, U、A和N处理较CK分别提高了171.43%、110.71%和146.43%. 因此, 外源输入酰胺态氮在短期内可迅速提高土壤TN含量, 而且3种肥料相比较, 尿素的市场价较便宜, 可优先作为氮限制比较明显的土壤氮源. A处理下土壤TP含量和AP含量最高, 说明铵态氮在一定程度上与土壤磷素含量有着很强的相关性, 相比酰胺态氮和硝态氮, 可短期内同时提高土壤中氮磷含量.
3.2 微生物群落结构和多样性对不同形态氮添加的响应土壤细菌和真菌是土壤微生物群落及高寒草地生态系统能量物质循环的重要组成部分, 驱动着土壤各种生物和非生物进程, 在全球碳氮平衡中扮演着重要角色[31, 32]. 国内外学者针对氮添加是否会引起微生物多样性和群落结构变化展开了大量研究, 关于氮添加引起土壤微生物多样性以及群落结构变化的结论不尽相同[33, 34]. 本研究表明, 不同形态氮素添加方式下土壤微生物细菌和真菌群落的结构和组成发生了明显变化, 导致这一结果的原因可能是因为氮添加改变了土壤中TN以及NO3--N等土壤理化性质, 进而引起土壤细菌和真菌生境发生改变[28]. 本研究发现, 3种氮素形态都降低了土壤细菌中OTU的数量, 这与徐润宏等[34]的研究结果一致, 高寒地区气候以及土壤环境恶劣, 微生物生长受到很大限制, 氮添加后改变了土壤元素组成, 使得土壤细菌活性受到抑制, 从而降低了细菌的OTU数量. 外源铵态氮和硝态氮输入增加了土壤真菌中的OTU数量, 而酰胺态氮降低了土壤真菌中的OTU数量, 说明不同氮素形态对多年生高寒人工草地的真菌数量具有明显的调控作用. 究其原因, 铵态氮肥和硝态氮肥更易被植物所吸收, 而酰胺态氮要被水解成碳酸铵或碳酸氢铵后才能进一步被植物吸收, 因此, 铵态氮肥和硝态氮肥给予土壤的养分被植物快速吸收, 而酰胺态氮输入土壤后养分残留较多, 很有可能是这种差异导致了土壤真菌数量的差异. 当然, 造成这种现象的原因是多样的, 比如氮的反硝化作用、氮的损失以及氮素利用效率, 具体原因还有待进一步研究. 本研究中细菌的OTU数以及种类明显高于真菌, 说明多年生高寒栽培草地土壤微生物类群以细菌为主, 这与杨希智等[35]的研究结果一致. 本研究中, 氮添加后土壤细菌群落组成以变形菌门、放线菌门和酸杆菌门等为主要优势菌门, 真菌群落组成以子囊菌门和担子菌门等为主要优势菌门, 这与张杰雪等[36]和高雪峰等[37]的研究结果一致. 然而, 不同形态氮素对细菌和真菌优势门属相对丰度的影响并不一致. 氮添加显著提高了土壤细菌群落中酸杆菌门的相对丰度, 显著降低了拟杆菌门的相对丰度, 其中铵态氮肥的影响效果最为显著, 说明3种氮形态中, 外源铵态氮添加可迅速提高土壤细菌群落中酸杆菌门的相对丰度. 与对照相比较, 酰胺态氮肥增加了土壤真菌群落中担子菌门的相对丰度, 但铵态氮肥和硝态氮肥显著降低了担子菌门的相对丰度（P < 0.05）, 这与氮形态自身的属性密切相关. 从属水平来看, 氮添加提高了土壤细菌中Vicinamibacteraceae_unclassified的相对丰度, 其中外源铵态氮添加对其影响最大. 另外, 酰胺态氮输入大幅提高了土壤真菌群落中镰孢霉属的相对丰富, 相比对照增加了300.78%, 这很可能与酰胺态氮输入大幅提高了土壤TN含量有关. 因此, 3种氮素形态从不同程度上促进了土壤微生物结构的改变. 然而, 本研究进一步发现, 不同形态氮添加对土壤细菌和真菌群落的Alpha多样性没有显著影响, 但是对细菌群落的Beta多样性有着显著影响, 这与杨越[11]在青藏高原高寒草地的研究基本相似. 但是, 以往研究中出现了多种结论, 造成这种结果的原因可能是氮添加对细菌多样性的影响具有阈值限制性, 也就是说氮添加到一定量后, 微生物多样性才会由减少转变为增加[11]. 此外, 还受试验地的环境条件、植物群落以及氮添加量等多种因素影响.
3.3 土壤微生物群落组成与土壤理化性质的相关性分析土壤微生物以土壤为生存空间, 因此土壤理化性质对微生物群落结构具有重要的影响[38, 39]. 土壤细菌和真菌菌群对土壤环境的适应能力有所差异, 因此土壤微生物群落组成和结构与土壤理化性质密切相关. 有研究表明, SWC、NH4+-N和SOC是影响细菌群落分布的主要环境因子[40 ~ 42], 这与本研究结果基本相似. 本研究通过分析土壤理化性质与土壤细菌及真菌的关系发现, SWC、NH4+-N、AN和SOC是影响土壤细菌优势菌门的关键因素, 土壤NO3--N、NH4+-N和AN是影响土壤细菌优势菌属分布的关键因素. 另外, 本研究发现土壤pH和NH4+-N是影响土壤真菌优势菌门分布的关键土壤因子, 土壤SOC、SWC和NH4+-N是影响土壤真菌优势菌属分布的关键因子. 综上所述, 土壤铵态氮始终作为土壤细菌和真菌优势门属分布的主要因素, 对细菌和真菌群落分布有着关键的调节作用. 因此, 外源铵态氮输入对土壤细菌和真菌群落结构具有较优的改良作用. 但并不能完全定义为土壤NH4+-N是影响微生物群落分布的决定性因素, 因为土壤微生物的生长发育是一个极其复杂的生化循环过程, 除氮素调节以外, 还受到气候、海拔和太阳辐射等多种因素的影响[43 ~ 45]. 因此, 开展土壤环境和微生物群落结构之间的耦合关系研究, 可以更好地了解不同形态氮添加对土壤微生物群落的影响机制.
本研究的结论是建立在短期氮添加基础上形成的, 而长期氮添加的影响尚未明确. 因此, 本研究应加大时间跨度持续进行, 以期为氮沉降持续增加背景下, 高寒草地适应性管理及高寒人工草地暂稳态维持技术研发提供理论依据.
4 结论（1）同等氮水平条件下, 不同氮素形态均对土壤理化性质表现出一定的促进作用, 但对土壤环境的改良效果表现出明显的差异性.
（2）氮添加只改变了土壤真菌群落的Beta多样性, 但对真菌群落的Alpha多样性和细菌群落的Alpha、Beta多样性没有显著影响.
（4）不同氮素形态处理下土壤细菌和真菌群落在门和属水平组成上相似, 但优势菌门和优势菌属的相对丰度存在差异.
（3）通过RDA分析发现, 土壤铵态氮始终是影响土壤细菌和真菌优势门属分布的关键因素, 因此施加铵态氮肥更有利于改善多年生高寒人工草地的土壤环境.
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