高寒草甸是青藏高原的主体植被类型, 广泛分布于青藏高原东部, 也是高原畜牧业的主产区^[1].近年来, 由于气候变化和人类活动的影响, 高寒草甸出现了不同程度的退化, 大面积的优良草地退化为裸地或“黑土滩”, 草地沙化和盐碱化现象加剧^[2], 在三江源区尤其严重^{[3, 4]}, 这一变化无疑会对整个高寒生态平衡造成非常严重的影响^[5].氮添加是改善并维持退化草地生态系统营养物质平衡的重要管理措施, 有助于退化草地的恢复^{[6, 7]}.退化草地氮添加在改变植被群落和土壤养分的同时, 将会影响草地土壤微生物多样性^[8].土壤微生物群落包括土壤真菌和细菌两个重要组成部分.其中, 土壤真菌群落是生态系统中具有功能多样化的类群, 参与很多生态过程, 并影响着植物生长和土壤健康^[9], 在各种类型的陆地生态系统中发挥着举足轻重的作用.迄今为止, 施氮对退化草地土壤真菌多样性的影响研究领域十分薄弱, 且对草地土壤微生物多样性的影响效应仍存在不确定性.有研究表明, 土壤真菌对养分和管理措施等的影响比细菌对土壤环境的变化更为敏感^[10].受土壤真菌培养分离技术的限制, 试验获取的结果只能反映极少量的土壤微生物信息^[11], 因此给研究者带来了巨大的挑战.近年来, 随着高通量测序技术的发展和改进, 使土壤微生物学研究得到了长足的进步.有研究认为氮添加可改变草地土壤真菌群落结构^[12], 另有研究则报道, 真菌对氮添加响应无差异^[13].因此, 有关外源氮输入对退化草地土壤真菌特性影响效应的研究迫切需要开展.加之三江源区地形复杂, 沟壑纵横, 缓坡和陡坡等不同类型地形分布跨度很大.真菌群落结构组成及多样性可能因退化草地坡度的不同而存在差异.利用高通量测序技术研究不同坡度退化高寒草地施氮处理对土壤真菌多样性的影响有着极其重要的意义.鉴于此, 本文以三江源区退化高寒草地为研究对象, 通过高通量测序技术和Qiime平台, 探究不同坡度中度退化的高寒草地土壤微真菌群落组成结构对不同水平氮添加措施的响应特征, 研究结果将有助于探索高寒草地土壤质量变化规律, 以期为高寒退化草地的科学施肥、生态安全评价及可持续发展提供参考依据.

研究样地位于青海省果洛藏族自治州玛沁县大武镇(34°25′20.41″N, 100°19′55.72″E, 平均海拔为3 768 m), 属大陆性寒润气候.年均气温为-3.9℃, 年均降水量528.8 mm.土壤类型为高山草甸土.原生草甸由于过度放牧, 啮齿动物作用及气候变化等干扰至中度退化^[14].缓坡和陡坡试验点的植物群落主要由莎草科、禾本科、毒草类和杂草类组成, 种类有矮生嵩草(Kobresia humilis)、高山嵩草(Kobresia pygmaea)、垂穗披碱草(Elymus nutans)、草地早熟禾(Poa pratensis)、细叶亚菊(Ajania tenuifolia)、伏毛铁棒锤(Aconitum flavum)、黄帚橐吾(Ligularia virgaurea)、刺参(Oplopanax elatus)和狼毒大戟(Euphorbia fischeriana)等.

2019年5月初, 分别在缓坡地(gentle slope, G)和陡坡地(steep slope, S)选取50 m×50 m退化高寒草地作为研究样地.样地坡面朝向西偏北12.3°, 其中陡坡地坡度27°, 缓坡地坡度8°.采用随机区组试验设计, 设置16个5 m×5 m样方进行不同梯度氮添加处理试验(图 1), 缓坡陡坡试样小区布置情况一致.氮添加水平包括对照(CK)：0 g·(m²·a)^-1; 低等量氮添加(low nitrogen, LN)：2 g·(m²·a)^-1; 中等量氮添加(middle nitrogen, MN)：5 g·(m²·a)^-1; 高等量氮添加(high nitrogen, HN)：10 g·(m²·a)^-1.样方间缓冲带2.5 m, 样地设置完成后在天气降雨前进行氮添加(NH₄NO₃, 粒装, 含氮量35%)处理, 以降低肥料损耗, 保证试验效果.

图 1

Fig. 1

图 1 试验设计 Fig. 1 Experimental design

于2019年8月植物生长旺盛期在不同处理样地内按照5点取样法选择5个规格为10 cm×10 cm的样方.采样工具经75%浓度酒精消毒, 取重量相当的0~10 cm土层土壤进行混匀, 去除杂质后再取一定量土壤装入无菌管, 每个样品各取样10 g, 液氮罐冻存, 带回实验室后立即密封用大体积干冰运输送样检测.

委托北京奥维森基因科技有限公司测定, 采用高通量测序扩增ITS1区域进行土壤真菌测定.真菌OTUs注释采用Unite(Release 7.2, http://unite.ut.ee/index.php)数据库^[15].试验步骤、测序原始数据的处理、α多样性(Chao1、Goods coverage、Observed species和Shannon指数)计算和群落结构差异分析详见文献[16].

β多样性采用非度量多维尺度法(NMDS)进行分析^[17].

本研究分析平台为Qiime平台, 通过R语言及qvalue包进行Kruskal-Wallis检验分析同一坡度不同氮添加处理以及不同坡度土壤真菌的OTUs、真菌门和属的丰度差异.值小于0.05即视为有差异的OTUs或物种.通过SPSS Statistics 20.0统计分析软件进行双因素方差分析(Two-way ANOVA)和多重比较(Duncan)分析检验氮添加和坡度对土壤样品OTUs数目、土壤真菌多样性和丰富度的影响.通过独立样本t检验法分析同一处理不同坡度间α多样性的差异.

Venn图、物种组成柱状图、NMDS和Network分析由R语言中的vegan、ggplot2、igraph和psych包等完成.

从韦恩图可以看出, 在缓坡地, 各样地的土壤样品共有OTUs为1 064, 比例为33.1%.CK、LN、MN和HN特有的OTUs数目分别为260、209、259和225个[图 2(a)].在陡坡区, 各样地的土壤样品共有OTUs为1 240, 比例为37.9%. CK、LN、MN和HN特有的OTUs数目分别为220、209、169和147个[图 2(b)]; 缓坡地与陡坡地土壤样品共有OTUs为3 268, 缓坡、陡坡特有的OTUs数目分别为739个和826个[图 2(c)].对OTUs从门到种依次进行分类, 总共获得分类学谱系中已鉴定真菌群落物种17门(phylum)、49纲(class)、130目(order)、271科(family)、557属(genus)和1 061种(species).

图 2

Fig. 2

G-CK为缓坡地对照, G-LN、G-MN和G-HN分别为缓坡地低、中和高水平氮添加处理; S-CK为陡坡地对照, S-LN、S-MN和S-HN分别为陡坡地低、中和高水平氮添加处理; G为缓坡地, S为陡坡地 图 2 不同坡度氮添加处理真菌OTUs韦恩图 Fig. 2 Venn diagram of fungal OTUs under different slopes and nitrogen addition treatments

真菌群落丰富度及多样性分析结果如表 1所示. α多样性分析结果表明, 不同坡度不同处理下土壤真菌测序观测深度均大于0.99, 测序结果能够真实反映土壤中真菌的存在情况.土壤真菌丰富度指数(Chao1)介于1 319~1 603, 观测物种数介于1 003~1 230, Shannon多样性指数介于6.60~7.40.

表 1 (Table 1)

表 1 土壤样本中真菌丰富度和Shannon多样性指数1) Table 1 Fungal richness and Shannon index in soil samples 坡度 处理 Chao1指数 观测深度 观测物种数 Shannon指数 缓坡 CK 1478±122Aa 0.990±0.000Aa 1 114±84Aa 7.36±0.52Aa LN 1 385±109Aa 0.990±0.001Aa 1 013±99Aa 6.73±0.71Aa MN 1 319±336Aa 0.991±0.003Aa 1 003±192Aa 6.60±0.60Aa HN 1 464±183Aa 0.990±0.001Aa 1 090±113Ab 6.65±0.68Aa 陡坡 CK 1 594±178Aa 0.993±0.001Aa 1 226±130Aa 7.40±0.26Aa LN 1 603±78Aa 0.992±0.001Aa 1 230±74Aa 6.75±1.34Aa MN 1 579±175Aa 0.993±0.002Aa 1 161±97Aa 6.88±0.59Aa HN 1 516±147Aa 0.993±0.001Aa 1 171±36Aa 6.53±0.95Aa 1)不同大写字母表示同一坡度不同处理间真菌丰富度及多样性的差异, 不同小写字母表示不同坡度同一处理间真菌丰富度及多样性的差异

表 1 土壤样本中真菌丰富度和Shannon多样性指数1) Table 1 Fungal richness and Shannon index in soil samples

缓坡地中随着施氮量的递增, Chao1指数、观测物种数和Shannon指数的平均值呈现先减后增趋势, CK到LN再到MN出现持续减少, HN处理呈增加趋势.其中, CK处理所对应的Chao1指数、观测物种数和Shannon指数最大, 分别为1 478、1 114和7.36, MN处理所对应的Chao1指数、观测物种数和Shanno指数最小, 分别为1 319、1 003和6.60. Chao1指数和观测物种数由高到低依次为：CK>HN>LN>MN, Shannon多样性指数由高到低依次为：CK>LN>HN>MN(图 3).在陡坡地中随着施氮量的增加, Chao1指数由高到低依次为: LN>CK>MN>HN, 观测物种数为：LN>CK>HN>MN, Shannon指数为：CK>MN>LN>HN.

图 3

Fig. 3

(a)缓坡地氮添加NMDS分析, (b)陡坡地氮添加NMDS分析, (c)缓坡和陡坡(CK、LN、MN和HN)NMDS分析 图 3 OTUs水平NMDS分析 Fig. 3 NMDS analysis at OTUs level

经双因素方差分析, 同一坡度不同处理间Chao1指数、观测物种数和Shannon指数差异均不显著.不同坡度间Chao1指数和观测物种数差异显著(P < 0.05).由于坡度水平＜3无法进行多重比较, 因此可采用独立样本t检验分析同一处理不同坡度间的差异性, 结果表明, 除HN处理下不同坡度观测物种数差异显著(P < 0.05), 其他处理下Chao1指数和观测物种数均不显著.同时, 非度量多维尺度法(NMDS)分析结果表明(图 3), 同一坡度不同处理, 不同坡度不同处理组与组之间相交, 表明组间土壤真菌差异均不明显.

真菌群落门水平结构组成聚类分析如图 4所示.缓坡地G-CK、G-HN、G-LN、G-MN和陡坡地S-HN聚为一支, 陡坡地S-CK、S-LN和S-MN聚为一支, 共聚为两支.缓坡地与陡坡地OTUs所含序列的丰度划分较为清楚, 证明土壤真菌群落门水平存在差异性.退化高寒草甸不同氮添加处理真菌门水平已鉴定真菌分布类群多集中于子囊菌门(Ascomycota)、担子菌门(Basidiomycota)、被孢霉门(Mortierellomycota)和球囊菌门(Glomeromycota), 且土壤真菌优势菌均为子囊菌门, 其次是担子菌门.缓坡地, 子囊菌门丰度最高的为MN(61.7%), HN(57.1%)、LN(54.5%)和CK(53.4%)次于MN.相对于CK, LN、MN和HN处理下子囊菌门丰度比例分别增加1.1、8.3和3.7个百分点.在陡坡地, 子囊菌门丰度由高到低依次为LN(71.5%)、MN(66.4%)、CK(63.0%)和HN(62.7%), 相对于CK, LN和MN子囊菌门丰度分别增加8.5个和3.4个百分点, HN子囊菌门丰度减少0.3个百分点.缓坡地与陡坡地之间相比, 陡坡地子囊菌门丰度(65.9%)高于缓坡地子囊菌门丰度(56.7%).担子菌门相对丰度在缓坡地CK、LN、MN和HN处理下依次为18.7%、24.8%、22.4%和20.0%, 与CK相比, LN、MN和HN担子菌门丰度分别增加6.1、3.7和1.3个百分点.担子菌门相对丰度在陡坡地CK、LN、MN和HN处理下依次为12.3%、9.3%、10.6%和18.9%, 与CK相比, LN和MN担子菌门丰度分别减少3个和1.7个百分点, HN担子菌门丰度增加6.6个百分点.缓坡地与陡坡地担子菌门丰度分别为21.5%和12.8%, 缓坡地担子菌门丰度高于陡坡地.经Kruskal-Wallis检验, 同一坡度不同氮添加处理下真菌各门丰度变化差异均不显著(表 2), 而不同坡度间子囊菌门、根肿黑粉门(Entorrhizomycota)、油壶菌门(Olpidiomycota)、壶菌门(Chytridiomycota)和担子菌门存在显著差异(P < 0.05), 表现为缓坡地担子菌门丰度显著高于陡坡地, 而缓坡地子囊菌门丰度显著低于陡坡地(相对丰度>10%).

图 4

Fig. 4

(a)样本间层次聚类分析, (b)样品的群落结构柱状图; 横坐标为物种在该样本中的相对丰度(%), 图例为样本名称; 图中显示的是相对丰度1%以上的物种信息, 下同 图 4 门水平样本聚类分析 Fig. 4 Sample cluster analysis at phylum level

表 2 (Table 2)

表 2 坡度和氮添加下各真菌门Kruskal-Wallis检验结果1) Table 2 Kruskal-Wallis test results of fungal phyla under different slopes and nitrogen addition 真菌门 P值 缓坡不同氮添加水平间 陡坡不同氮添加水平间 缓坡地与陡坡地间 Kickxellomycota 0.33 0.87 0.11 Chytridiomycota 0.37 0.52 0.04 Mortierellomycota 0.42 0.30 0.77 unidentified 0.46 0.25 0.39 Olpidiomycota 0.49 0.39 0.04 Blastocladiomycota 0.54 0.54 0.88 Entorrhizomycota 0.54 0.73 0.02 Ascomycota 0.63 0.60 0.02 Cercozoa 0.65 0.63 0.77 Rozellomycota 0.66 0.78 0.39 Glomeromycota 0.66 0.36 0.08 Basidiomycota 0.75 0.79 0.04 Chlorophyta 0.76 0.54 0.54 Calcarisporiellomycota 0.76 0.54 0.88 Mucoromycota 0.77 0.79 0.14 GS19 0.81 0.07 0.31 Neocallimastigomycota 0.81 0.18 0.06 Entomophthoromycota — 0.20 0.54 1)差异显著水平α=0.05

表 2 坡度和氮添加下各真菌门Kruskal-Wallis检验结果1) Table 2 Kruskal-Wallis test results of fungal phyla under different slopes and nitrogen addition

根据真菌属水平样本聚类分析结果可知, G-CK、S-CK、S-MN和S-HN聚为一支, G-LN、S-LN、G-MN和G-HN聚为一支, 被孢霉属(Mortierella)和Archaeorhizomyces为优势属, 相对丰度分别为6%~13%和1%~16%, 其中被孢霉属属于被孢霉门, Archaeorhizomyces为子囊菌门(图 5).经Kruskal-Wallis检验, 上述菌属对不同坡度的响应无差异性, 且在同一坡度不同氮添加水平间差异不显著.不同坡度各菌属存在显著差异(P < 0.05), 如子囊菌门赤霉菌属, 在缓坡地、陡坡地相对丰度均大于1%, 表现为陡坡地赤霉菌属相对丰度显著高于缓坡地.不同坡度真菌属对不同水平氮添加的响应不同.经Kruskal-Wallis检验, 在缓坡地, Fibroporia、Holtermanniella、湿伞属(Hygrocybe)、Gorgomyces、Pustularia、Holocotylon、Cystofilobasidium、Synchytrium和Antennariella这9个属在不同水平氮添加间差异显著(P < 0.05).在陡坡地, Sporormia、丛赤壳属(Nectria)、Clathrus、Sclerotinia、Leohumicola、Acremonium、Alternaria、Chrysosporium和Ophiosphaerella等23个属在不同水平氮添加间差异显著(P < 0.05).说明氮添加对真菌优势属相对丰度的影响不显著, 而对一些丰度较低的属(相对丰度 < 1%)有显著影响.随后取相对丰度均大于0.1%的真菌属, 缓坡地中选择Holtermanniella和湿伞属, 陡坡地中选择Sporormia和丛赤壳属(表 3), 进行Kruskal-Wallis单因素AVOVA多重比较检验不同处理间的差异(表 4), 在缓坡地, 与对照相比, 低水平氮添加显著降低了Holtermanniella的相对丰度(P < 0.05), 中水平氮添加Holtermanniella相对丰度显著高于低水平氮添加(P < 0.05).低水平氮添加湿伞属相对丰度显著高于中、高水平氮添加下湿伞属相对丰度(P < 0.05).在陡坡地, 与对照相比, 低、高水平氮添加下Sporormia相对丰度显著降低(P < 0.05), 低水平氮添加Sporormia相对丰度显著高于中水平氮添加(P < 0.05).而丛赤壳属相对丰度表现为低、中水平氮添加显著低于高水平氮添加(P < 0.05).

图 5

Fig. 5

图 5 属水平样本聚类分析 Fig. 5 Sample cluster analysis at genus level

表 3 (Table 3)

表 3 不同坡度氮添加处理土壤真菌属1) Table 3 Soil fungi with different slopes treated by nitrogen addition 坡度 真菌属 相对丰度/% CK LN MN HN 缓坡 Holtermanniella 0.68±0.62 0.13±0.05 0.31±0.14 0.24±0.11 Hygrocybe(湿伞属) 0.23±0.19 7.91±14.56 0.09±0.13 0.06±0.05 陡坡 Sporormia 0.42±0.23 0.08±0.02 0.76±1.21 0.11±0.07 Nectria(丛赤壳属) 0.42±0.10 0.28±0.07 0.39±0.17 0.76±0.25 1)表内只显示相对丰度>0.1%的真菌属

表 3 不同坡度氮添加处理土壤真菌属1) Table 3 Soil fungi with different slopes treated by nitrogen addition

表 4 (Table 4)

表 4 不同坡度氮添加处理Kruskal-wallis单因素AVOVA多重比较1) Table 4 Multiple comparisons of Kruskal-wallis single factor AVOVA treated by nitrogen addition at different slopes 坡度 真菌属 P值 CK vs. LN CK vs. MN CK vs. HN LN vs. MN LN vs. HN MN vs. HN 缓坡 Holtermanniella 0.004 0.458 0.158 0.031 0.137 0.504 Hygrocybe(湿伞属) 0.298 0.169 0.110 0.016 0.008 0.824 陡坡 Sporormia 0.005 0.414 0.021 0.045 0.603 0.137 Nectria(丛赤壳属) 0.207 0.603 0.137 0.458 0.006 0.045 1)差异显著水平α=0.05

表 4 不同坡度氮添加处理Kruskal-wallis单因素AVOVA多重比较1) Table 4 Multiple comparisons of Kruskal-wallis single factor AVOVA treated by nitrogen addition at different slopes

土壤微生物对生态环境的变化响应十分敏感^[18], 且不同微生物类群拥有不同生态学功能^[19].本研究中, 高寒草甸土壤真菌门组成的主导类群与大多数研究结果基本一致^{[20, 21]}, 缓坡与陡坡退化高寒草甸在施氮处理下土壤真菌门组成包括子囊菌门、担子菌门、被孢霉门和球囊菌门等.土壤真菌优势菌为子囊菌门, 其次为担子菌门.其中, 大多数子囊菌门、担子菌门营养方式为腐生型或共生型^{[22, 23]}, 代表着不同类型的土壤有机质分解者^{[24, 25]}.本研究结果表明同一坡度的中度退化高寒草甸经不同氮添加处理子囊菌门的相对丰度变化存在差异; 缓坡地子囊菌门的相对丰度升高; 陡坡地低、中水平氮添致使子囊菌门丰度分别升高, 而高水平氮添加子囊菌门丰度减少.有研究表明, 土壤氮含量高可增加子囊菌门的相对丰度^[26], 本研究整体表现为施氮后子囊菌门的相对丰度增加, 这与前人的研究结果基本相符.相较于担子菌门, 缓坡地氮添加会增加担子菌门的相对丰度, 陡坡地低、中水平氮添加担子菌门丰度出现降低现象, 而高水平氮添加增加了担子菌门丰度.中度退化高寒草甸氮添加处理下土壤各真菌门水平组成类群丰度变化差异均不显著, 在真菌属水平, 氮添加对真菌优势属相对丰度的影响不显著, 但对于丰度较低的属有显著影响, 且不同坡度施氮后真菌属在各处理间存在显著差异的变化类群有所不同.例如缓坡中, Holtermanniella和湿伞属在不同施氮下存在差异; 陡坡中, Sporormia和丛赤壳属在不同施氮下存在差异; 其中, 湿伞属、Sporormia属和丛赤壳属对施氮没有一致表现; 而Holtermanniella表现为施氮后丰度均有所下降; 在低水平氮添加处理下丰度显著下降.鉴于上述现象, 笔者推测Holtermanniella对氮添加表现为厌氮性.由于各门中存在显著差异的属丰度较小, 且各类群对氮添加的响应变化不一致, 故弱化了真菌门对施氮处理的敏感性.本研究试验结果与内蒙古典型草原土壤真菌群落结构分析试验结果相比较^[27], 得出结论较为一致.上述研究利用高通量测序技术对内蒙古典型草原土壤真菌群落结构进行了分析, 探究氮添加对土壤微生物群落结构的影响, 结果表明土壤各真菌门对氮添加响应不敏感, 大多数真菌属对氮添加响应不敏感, 只有一些稀有属对氮添加有响应.不同坡度土壤真菌类群组成存在显著差异.相对于缓坡地, 陡坡地子囊菌门显著富集, 担子菌门略有匮乏, 包括已鉴定95个属在不同坡度间存在显著差异.存在该现象的原因与诸多因子有关.山地植被群落中, 包括坡度、坡向、坡位和海拔等地形因子控制着植被的分布, 其不仅控制着太阳辐射和降水的空间分布格局, 还在土壤、水分和养分方面存在着空间异质性^[28~30].有研究表明, 影响澜沧江源区高寒草甸植物组成和结构的地形因子由强至弱依次为坡度、坡位、海拔和坡向, 即表明坡度是影响该区高寒草甸植物分布的最重要的地形因子^[31].不同坡度的土壤水分含量^[32]和土壤养分^[33]等存在差异, 致使不同坡度间土壤真菌群落组成发生变化.

土壤微生物多样性指数是用来评价微生物群落丰富度和多样性, 较高的多样性指数与微生物丰富度和多样性呈正相关^[34].目前关于氮添加影响土壤微生物多样性的研究报道指出, 氮添加降低了草地生态系统土壤微生物的多样性^[35].本研究结果表明氮添加对土壤真菌丰富度和多样性影响不显著.笔者之前的研究结果: 土壤细菌丰富度和多样性整体上呈现出随着施氮量增加先减少后增加的趋势, 中等量氮添加显著降低了土壤细菌丰富度和多样性, 高水平氮添加显著抑制了土壤细菌的丰富度和多样性的下降, 但施氮土壤细菌丰富度和多样性都小于未施氮^[16].上述现象表明土壤细菌对养分和管理措施等的响应比真菌对土壤环境的变化更加敏感, 同时也验证了氮添加会降低草地生态系统土壤微生物多样性这一结论.外源氮施入会引起土壤微生物物种间发生竞争, 其中对氮具有较高利用率的微生物类群在氮添加后迅速吸收氮素生长, 抑制其他类群的生长与繁殖, 致使部分土壤微生物类群减少, 进而降低了土壤微生物多样性^[36].本研究氮添加对不同坡度退化高寒草甸植被恢复及土壤细菌多样性的影响结论, 强调在退化高寒草地的恢复中, 中水平5 g·m^-2氮添加能显著降低土壤细菌多样性, 虽有利于地上植被的生长, 但却降低了土壤微生物生态系统的稳定性.而高水平10 g·m^-2氮添加不仅可提高退化草地的生产力, 还可以抑制土壤细菌多样性的显著下降, 可维持土壤微生物生态系统的稳定.同时, 本研究得出氮添加对不同坡度退化高寒草甸土壤真菌多样性影响不显著, 外源氮添加的促进效应依赖于坡度, 更适宜于缓坡退化高寒草地的植被恢复^{[16, 37]}.

土壤真菌在科、属和种水平上未鉴定出的物种较多, 但目前关于微生物属水平类群的研究较少.未来研究将应围绕稀有属是否可以作为指示菌属, 来反映氮添加对退化高寒草甸土壤微生物群落结构的影响开展研究, 不同真菌属类群拥有的生态学功能还有待进一步探索.

不同坡度退化高寒草甸土壤真菌群落中子囊菌门、根肿黑粉门、油壶菌门、壶菌门和担子菌门, 以及包括赤霉菌属、Preussia和Pseudeurotium等已鉴定95个属存在显著差异.同一坡度不同施氮处理对土壤真菌群落结构和多样性无显著影响.虽然不同坡度退化草地土壤真菌群落结构组成存在差异, 但不同氮添加水平下不同坡度的土壤真菌群落结构均无显著差异, 说明高寒草甸土壤真菌对外源氮添加的响应不敏感.