2022, Vol. 43
2. 北京农业生物技术研究中心, 北京 100097;
3. 北京市农林科学院植物营养与资源研究所, 北京 100097
2. Beijing Agricultural Biotechnology Research Center, Beijing 100097, China;
3. Institute of Plant Nutrition and Resources, Beijing Academy of Agriculture and Forestry Sciences, Beijing 100097, China
好氧堆肥是目前世界上使用最为广泛的有机固体废弃物处理技术之一[1].然而, 堆肥处理过程的相关机械操作, 包括输送、破碎、翻堆和筛选等, 均可促使原料或成品肥中的微生物发生气溶胶化[2], 导致堆肥厂内空气的微生物污染.堆肥厂所引起的相关环境和健康问题一直备受关注[3~5].已有研究表明, 工人长期暴露在生物气溶胶中可诱发多种职业健康问题, 最常见的包括呼吸道疾病[6]和粘膜刺激综合征[7~10].此外, 空气微生物还会通过气体流动参与到大气循环运动中, 进行远距离传输, 对其他空气环境造成污染[11, 12].因此, 对堆肥厂空气中微生物的详细研究不仅有助于探索其与工人职业健康的关系, 还有助于人们理解堆肥厂作为生物气溶胶污染来源对空气生态环境造成的潜在影响.
近些年来, 真菌感染所导致的发病率和死亡率逐年上升, 其对人类健康的影响日益严重[13~15].真菌在堆肥厂空气环境中普遍存在, 部分致病真菌可引发工人呼吸道疾病.不仅如此, 多种真菌的次生代谢产物也与工人的哮喘、过敏性肺炎和慢性支气管炎相关[3, 16, 17].目前为止, 国内外学者利用传统培养方法和分子生物学方法, 对堆肥厂空气中某些特定致病性和致敏性真菌展开了详尽研究[1, 18].然而, 目前对空气中真菌微生物的群落组成以及丰度均缺乏系统研究, 导致真菌暴露与人类健康关系等问题无法被全面和准确评估[19, 20].
高通量测序技术和生物信息学的快速发展加快了人们对堆肥厂空气环境中真菌生物特性理解的进程, 国内外研究人员已经利用上述方法对堆肥厂空气真菌开展了部分研究.DNA文库被最早应用于分析堆肥厂中空气真菌组成[21, 22].加拿大学者利用二代测序技术对堆肥厂空气真菌群落结构和生物多样性等开展了一系列研究[3, 19], 较为系统地揭示了堆肥厂空气中真菌的整体生物学特征.本课题组前期对堆肥厂空气细菌的研究结果显示, 4个工作区(堆肥区、包装区、办公室区和下风向)逸散细菌的群落结构和生物多样性存在差异, 这可能导致其对人类和环境造成的影响有所不同[23].但是, 堆肥厂空气真菌的群落结构和多样性是否也存在类似的区域性差异, 还没有相关研究报道.
针对以上问题, 本研究对动物粪便堆肥厂内不同工作区域和厂外下风向的空气样本进行采集, 对其中真菌的多样性、优势菌群以及关键性差异菌属进行分析.在此基础上, 进一步评估了堆肥区和包装区对办公区和下风向空气真菌的贡献率, 以期为阐明堆肥厂空气真菌在不同工作区的分布特征, 以及全面评估堆肥厂的健康和环境风险提供有价值的数据.
1 材料与方法 1.1 样品采集本研究于2014年10月至2015年10月对北京市平谷、怀柔和门头沟3个郊区的4家商业堆肥厂进行空气样本采样.所调查的4家堆肥厂主要利用鸡粪和蘑菇渣为原料生产商品有机肥.整个堆肥过程持续约1个月, 嗜热阶段(温度55~65℃)约为15 d.本研究在堆肥区(C)、包装区(P)、办公区(O)和下风向区(D)分别采集9、7、8和4个空气样本, 其中, D距离堆肥厂约250 m.使用撞击式采样器(中国辽阳应用技术研究所)对空气中总颗粒物(TSP)进行采集, 流量为100 L ·min-1, 采样时间为24 h.将空气中的颗粒收集到90 mm(直径)灭菌石英滤膜上(Ahlstrom Munktell, NO.420065, 瑞典).具体采样方法, 采样时间和空气环境气象参数见本课题组发表文章[23].样本采集完成后, 将滤膜取下, 置于保温箱中, 返回实验室, 于-80℃冰箱保存至后续分析.样本采集前, 滤膜在马弗炉中处理5h(500℃), 灭菌后的滤膜保存在无菌塑膜盒中.在使用前, 采样和实验所涉及的其他器具均经过紫外杀菌和75%乙醇冲洗.
1.2 DNA提取和真菌SSU测序本研究使用DNA提取试剂盒FastDNATMSPIN Kit (MP Biomedicals, CA, USA)配合MP Fastprep-24TM 5G样本裂解仪提取样本DNA.核酸样本送往上海美吉生物医药科技有限公司进行序列分析.使用正向引物5′-GCCTCCCTCGCGCCATCAG (10-bp MID)CAGCCGCGGTAATTCCAGCT-3′和反向引物5′-GCCTTGCCAGCCCGCTCAGGTTTCCCGTAAGGCG CCGAA-3′对核糖体DNA (rDNA)小亚基(SSU)区进行扩增, 应用Illumina MiSeq平台进行测序分析[24].测序完成后, 首先提取优化序列中的非重复序列, 降低分析过程中的冗余计算量(http://drive5.com/usearch/manual/dereplication.html), 去除没有重复的单序列(http://drive5.com/usearch/manual/singletons.html), 按照97%相似性对非重复序列进行optical transform unit(OTU)聚类, 在聚类过程中去除嵌合体, 得到OTU的代表序列, 将所有优化序列map至OTU代表序列, 选出与代表序列相似性大于97%序列, 生成OTU表.利用以上信息进行本文中相关分析.原始测序数据上传至NCBI Sequence Read Archive (SRA), 登录号为SRP079950.
1.3 数据分析和统计分析采用R3.6.1绘制小提琴图、热图及CPCoA图, 分析不同工作区中空气真菌丰度和群落关系.利用单因素方差分析(ANOVA)计算各区域之间空气真菌α多样性的统计学差异.R3.6.1和Gephi分别绘制维恩图和网络图, 确定4个区域共有和特有真菌属.利用STAMP(ANOVA和Kruskal-Wallis h检验)检验出区域之间的差异性真菌属种类, 及其显著性, 统计学意义通过Tukey-Kramer进一步检验[25].利用Python计算C区和P区空气中真菌逸散到O区和D区的比例数据, R语言Riverplot包绘制桑基图[26].
2 结果与讨论 2.1 堆肥厂不同工作区空气环境中真菌生物多样性首先, 对堆肥厂4个工作区域空气中真菌的OTU数量和多样性(Shannon指数)分布规律进行了分别描述, 结果如图 1所示.
|
C表示生产区, P表示包装区, O表示办公区, D表示下风向区, 下同 图 1 堆肥厂不同工作区空气中真菌的OTU数和多样性 Fig. 1 OTU number and biodiversity of fungal aerosol in different work areas of composting plants |
C、P、O和D区的OTU数的变化范围分别为99~126、105~135、66~122和43~84.其中, D区空气中真菌OTU数显著低于其他3个区域(P < 0.001、P < 0.001和P=0.006).目前, 关于堆肥厂不同工作区域空气真菌差异的研究鲜有报道.以往关于堆体中真菌变化特性的研究表明, 真菌相对浓度在堆肥处理后期显著减少, 丰富度也相应降低[27~29].本研究对P区和C区空气中真菌的OTU数比较结果显示, 进行堆肥发酵的C区与进行成品有机肥包装的P区的真菌OTU数量之间并无显著差异(P>0.05).这与对堆肥厂不同区域空气细菌丰度的研究结果一致[23]. 本研究并未检测到4个区域空气真菌多样性之间的显著性差异.其中, C区空气中真菌的Shannon指数最高(2.45±0.23), 其后依次为O区(2.40±0.38)、D区(2.38±0.33)和P区(2.36±0.30).有研究表明, 较高的Shannon指数通常在堆肥的中后期检测到[27].堆肥原料以及堆体内的微生物被认为是堆肥厂生物气溶胶的主要来源, 但本研究对空气真菌的OTU数和多样性研究结果与以往关于堆体内真菌的研究结果并不一致.造成该现象的主要原因是堆肥过程和气溶胶化过程分别受到多种环境因素影响, 以上因素的综合作用导致气相和固相中生物多样性变化规律存在差异[3].
本研究对堆肥厂4个区域28个采样点的优势真菌菌门和菌属展开分析, 分布规律分别如图 2所示.其中, 前10个优势真菌门占总真菌门的99.90% ~99.99%.图 2(a)显示, 与堆肥生产相关的C区和P区, 相对丰度最高的前3个真菌门均为Ascomycota、Basidiomycota和Mucoromycotina, 其相对丰度平均值分别为(83.00±12.28)%、(12.92±12.67)%和(3.21±6.17)%.O区与D区丰度最高的前3个真菌门依次为Ascomycota、Basidiomycota和Ciliophora, 平均相对丰度分别为(79.63±14.20)%、(16.80±14.81)%和(2.71±7.63)%.整体上, 所调查堆肥厂空气中的优势菌门主要为Ascomycota和Basidiomycota, 这与已报道研究结果一致[21, 30].对堆肥样本的研究结果也显示, 以上2个真菌菌门在以牛粪[28]和猪粪[29]为原料的堆体中丰度较高.Ascomycota在P区的相对丰度较C区并没有显著降低, 而在D区Ascomycota丰度达到最高(90.15±3.35)%.
|
(a)优势菌门; (b)优势菌属 图 2 堆肥厂不同工作区空气中优势真菌的相对丰度 Fig. 2 Relative abundance of dominant airborne fungi in different work areas of composting plants |
本研究在堆肥厂空气中共检测出136个真菌菌属, 其中前50个优势真菌属丰度占总真菌属丰度的99.15% ~99.52%.根据图 2(b), 4个区域的优势真菌属分布规律整体上有所差异. Trichocomaceae_unclassified和Davidiella为场内3个工作区域(C、P和O区)的优势菌属.而O区丰度前3的优势菌属分别为Davidiella(28.58±10.36)%、Flammulina(12.04±16.54)%和Trichocomaceae_unclassified(11.76±13.42)%.通常, Mycothermus、Orpinomyces、Candida、Debaryomyces、Talaromyces和Kernia是以牛粪、猪粪和奶牛粪为原料堆肥过程中逸散的高丰度真菌属[28, 29, 31], 这与本研究堆肥厂空气中优势真菌属有所差异.造成该现象的原因包括堆肥原料、操作工艺、环境因素以及测序引物的差异等[32~34].其中, Pseudallescheri作为一种含条件致病真菌的菌属, 在P区丰度高于其他区域, 在以往关于城市空气的研究中对该菌也有报道[35].值得注意的是, D区的3个优势真菌菌属(Davidiella、Dictyosporium和Cochliobolus)的丰度均高于堆肥厂内3个区域.其中, Davidiella在C、P、O和D区的相对丰度逐渐升高, 依次为22.04%、24.88%、28.58%和38.57%. Davidiella是一种耐极端环境真菌, 可在极地冰川中生存.该菌的强抗逆特性导致其在高温堆肥后相对丰度有所上升[36], 以及在堆肥厂空气样品中的相对丰度较高[3]. Cochliobolus在D区的高丰度也需要引起关注, 该菌属包括多种植物病原菌, 可在全世界范围内对作物造成严重危害[37]. Dictyosporium在叶片等多种自然环境中检出[38, 39], 其在D区较高的丰度可能是受到其他来源的影响.
2.2 堆肥厂不同工作区域空气环境中真菌群落本研究利用CPCoA(基于Bray-Curtis距离)分析了真菌门和菌属水平上4个区域内空气真菌群落之间的关系, 结果如图 3所示.
|
图 3 堆肥厂不同工作区空气中真菌的群落关系分析 Fig. 3 Community relations of airborne fungi in different work areas of composting plants |
图 3(a)中, 第一轴解释了真菌门水平上79.94%×13.2%的变化, 而第二轴解释了门水平13.43%×13.2%的变化.本研究结果表明, 在菌门水平上, 各个区域的真菌群落结构并无显著差异, 其原因可能是不同工作区空气中优势真菌门较为相近(图 2).图 3(b)展示了4个区域空气真菌菌属的群落结构关系.其中, 第一轴解释了57.85%×12.4%的变化, 而第二轴解释了24.16%×12.4%的变化.整体上, 本研究并没有检测到不同区域空气真菌群落在属水平上聚类的显著性.但在第一坐标轴上, D区与堆肥厂内其他3个区域空气真菌群落的进化距离较远, 同时, 在第二坐标轴上, C区和P区之间的群落进化距离最近.结合以上结果, CPCoA分析结果表明, D区空气真菌群落与其他3个区域真菌群落有所差异.该现象可能由D区的OTU值较低(图 1)、以及4个区域优势菌属的种类和相对丰度的不同(图 2)所导致.在真菌菌属水平上, 场内的3个区域空气群落结构更为相似.目前, 关于堆肥厂不同工作区空气中真菌群落间的分析未见报道.已有对堆肥厂堆体中真菌的主成分分析显示, 堆肥期和成品肥的样本中真菌门的群落结构差异明显[30], 且堆体内真菌菌属的群落结构存在差异[28, 29, 40].这与本研究关于空气真菌的分析结果并不相同.这可能是堆肥堆体样本和空气样本中群落结构的变化规律并不同步所导致[3].为明确气相和固相的真菌群落差异的原因以及影响因素, 今后研究需要对C区和P区的空气和堆肥样本同时采集和分析.
为了深入理解真菌群落结构的区域性差异, 本研究利用Venn和Network对4个区域所共有真菌属数量和每个区域特有的真菌属类别进行分析, 结果分别如图 4所示.所检测到的136个真菌菌属中, 有72个为4个区域共有, 占总真菌属的52.94%. C区与O区共有菌属数量(118)高于C区与D区的共有菌属数量(73), P区与O区及D区的共有菌属数量显示出类似趋势, 数值分别为111和72.场内3个区共有菌属数量较多, 表明C区和P区对于O区空气中真菌可能具有很大影响.C区和O区分别有9种和5种特有真菌属, 分别占总真菌属的6.62%和3.68%.空气作为一种微生物传播途径得到了越来越多的关注, 其不断地流动性使得负载的真菌在不同区域之间自由传输, 传输距离的差异可能是影响不同工作区域间空气共有真菌菌属数量差异的原因.该结果也解释了厂内3个区域空气真菌群落结构相似性的原因[图 3(b)].
|
(a)共有真菌菌属数量; (b)特有真菌菌属类别 图 4 堆肥厂不同工作区空气中共有和特有真菌菌属 Fig. 4 Common and endemic airborne fungal genera in the different work areas of the composting plants |
4个工作区共有菌属的研究结果如图 4(b)所示. Lentinula是伞菌目小皮伞科的一个真菌属[41], 为C、O和D区这3个区共有, 其模式种为卷木菇. Lentinula可能来源于堆肥辅料中的菌渣, 在堆肥过程中逸散至O区和D区.该研究结果表明, 堆肥过程中辅料中含有的微生物也可被气溶胶化, 对空气环境造成影响.图 4显示了4个区域共有的真菌属和区域特有的真菌属种类.C区有9种特有真菌属, 但是总丰度小于0.001%, C区空气中其他真菌属均为2个区域以上所共有, 说明C区空气中真菌可能大部分逸散到了其他区域.值得注意的是, 本研究在O区检出5个特有的真菌属, 说明办公区可能受到了其他来源空气真菌的影响.
本研究利用STAMP分析了堆肥厂不同区域空气真菌群落中具有统计学差异的关键属.根据图 5的结果, 在C区与D区、O区与D区、C区与O区和P区与D区分别检测出6、2、1和3个具有统计学差异的关键属.其中, 在C区和D区之间, 所识别出的6个差异真菌属中, 差异最大的真菌属是Dictyosporium.其在D区中所占相对丰度最高, 导致其与C区存在显著差异, 这与图 2中优势菌属的结论相一致.其他5种差异真菌属在C区所占比例较高. Wallemia是一种活跃于高盐环境中的真菌菌属[42], 该属中包含多种丝状食源性致病真菌[43].在室内外空气中均有检出, 与人类多种健康问题有关, 如变态反应性疾病(农民肺部疾病)或罕见的皮下/皮肤感染.在C区另一种值得注意的真菌菌属为Raffaelea, 它包含植物病原菌(R.quercivcora), 可导致橡树大量死亡[44].同样, 由于Dictyosporium在D区的高相对丰度, 使其成为O区与D区具有统计学差异真菌属之一.P区与O区检出一个差异菌属Sporidiobolus, 其在O区的占比更高.在P区与D区的3个差异真菌属中, Dictyosporium在D区所占比例较高, Thermomyces和Piptocephalis在P区所占比例较高. Piptocephalis是一种在土壤与粪便样品普遍存在的真菌菌属[45], 而Thermomyces所含的Thermomyces lanuginosus是一种致敏真菌[35], P区空气中条件致敏真菌的相对高比例值得关注.整体上, D、C和P区检出的差异真菌属较多, 而C区和P区之间没有差异菌属检出.STAMP研究结果从菌属相对丰度差异性角度解释了区域间群落结构的分布规律(图 3).同时, 该部分对于不同区域之间差异性真菌菌属的鉴别, 也为针对性的评估堆肥厂不同区域空气真菌的健康风险提供数据支撑.
|
图 5 堆肥厂不同工作区空气中关键真菌菌属差异性分析 Fig. 5 Difference analysis of key airborne fungi genera in different work areas of composting plants |
本研究中将堆肥厂的P区和C区作为空气真菌的预设污染源, 利用Source Tracker(Bayesian approach)来评估其对目标区域(O区和D区)空气真菌的贡献比例, 结果如图 6所示.近些年来, Source Tracker已经被用于评估水体逸散细菌气溶胶的浓度和群落结构[46, 47], 以及城市空气中真菌的可能来源分析[48], 但目前该研究方法还没有被应用于堆肥厂真菌的溯源研究.
|
图 6 生产区和包装区空气中真菌属对办公室和下风区的贡献 Fig. 6 Contribution of airborne fungi genera of composting and packaging areas to office and downwind areas |
根据桑基图结果显示(图 6), P区和C区对O区空气真菌的可能贡献比率分别为15.40%和15.85%, 而对D区的贡献比率相对较低, 分别为11.17%和9.52%.该研究结果表明, P区和C区对厂内的O区贡献率更高, 这可能是由于O区的传输距离较近[49].整体上, 溯源的结果表明预设污染源(P区和C区)对目标(O区和D区)空气真菌的总体贡献率在9.52% ~15.85%之间.已有研究利用溯源分析对垃圾填埋场下风向微生物OTU来源进行了分析, 结果显示其大部分微生物来源于上风向与未知来源, 垃圾填埋场贡献率相对较小[50], 与本研究结果相似.本研究所采用的溯源分析是基于贝叶斯算法, 通过分析污染源样本和污染目标样本的群落结构分布差异, 来预测各个污染源样本对不同目标样本微生物的贡献比例[26].该分析方法是对真菌群落的种类和相对丰度两个指标进行综合分析.虽然, 4个区域具有相对高比例的共有真菌属(图 4, 占总真菌属的52.94%), 但溯源结果表明大部分O区和D区与P区和D区共有的真菌来源未知(68.75% ~70.42%).这说明4个区的部分共有真菌属具有其他来源.同时, 也表明仅通过共有菌属数量以及菌群落结构相似性来判断不同样本之间的来源关系是不全面的.结合图 2, D区空气中高丰度与自然环境相关菌属(如Dictyosporium)的检出也可说明, 堆肥厂内空气真菌对下风向空气环境存在影响, 但大部分来源于其他环境.尽管如此, 考虑到P区和C区所检测到的多种与致病菌相关的菌属, 其对周边空气环境可能造成的风险仍不容忽视.
3 结论研究堆肥厂不同工作区空气中真菌的丰度与多样性, 对于综合评估其对工作人员和附近居民的潜在健康风险以及环境污染至关重要.本研究结果显示, 堆肥厂的包装区与堆肥区真菌的OTU值和多样性高, 且两区域优势真菌门和菌属相似.包装区作为真菌逸散的一个重要工作区, 其对空气污染的贡献应给与更多关注.相对于下风向区, 堆肥过程对办公区空气污染影响较大.虽然堆肥区和包装区对办公区和下风向区的真菌污染贡献比率较低, 但鉴于以上区域空气中富含多种致病菌相关的菌属, 其对人类和环境可能造成的风险还需进一步研究.
| [1] | Sánchez-Monedero M A, Stentiford E I, Urpilainen S T. Bioaerosol generation at large-scale green waste composting plants[J]. Journal of the Air & Waste Management Association, 2005, 55(5): 612-618. |
| [2] | Bonifait L, Marchand G, Veillette M, et al. Workers' exposure to bioaerosols from three different types of composting facilities[J]. Journal of Occupational and Environmental Hygiene, 2017, 14(10): 815-822. DOI:10.1080/15459624.2017.1335054 |
| [3] | Mbareche H, Veillette M, Bonifait L, et al. A next generation sequencing approach with a suitable bioinformatics workflow to study fungal diversity in bioaerosols released from two different types of composting plants[J]. Science of the Total Environment, 2017, 601-602: 1306-1314. DOI:10.1016/j.scitotenv.2017.05.235 |
| [4] | Adewumi K, Adewumi I K, Ogedengbe M O, et al. Aerobic composting of municipal solid wastes and poultry manure[J]. Journal of Applied Sciences Research, 2005, 1(3): 292-297. |
| [5] |
高敏, 贾瑞志, 仇天雷, 等. 畜禽养殖中逸散生物气溶胶特征的研究进展[J]. 生态与农村环境学报, 2015, 31(1): 12-21. Gao M, Jia R Z, Qiu T L, et al. Progress in research on characteristics of bioaerosol diffused during livestock breeding[J]. Journal of Ecology and Rural Environment, 2015, 31(1): 12-21. |
| [6] | Domingo J L, Nadal M. Domestic waste composting facilities: a review of human health risks[J]. Environment International, 2009, 35(2): 382-389. DOI:10.1016/j.envint.2008.07.004 |
| [7] | Persoons R, Parat S, Stoklov M, et al. Critical working tasks and determinants of exposure to bioaerosols and MVOC at composting facilities[J]. International Journal of Hygiene and Environmental Health, 2010, 213(5): 338-347. DOI:10.1016/j.ijheh.2010.06.001 |
| [8] | Khan A A H, Karuppayil S M. Fungal pollution of indoor environments and its management[J]. Saudi Journal of Biological Sciences, 2012, 19(4): 405-426. DOI:10.1016/j.sjbs.2012.06.002 |
| [9] | Van Kampen V, Hoffmeyer F, Deckert A, et al. Effects of bioaerosol exposure on respiratory health in compost workers: a 13-year follow-up study[J]. Occupational and Environmental Medicine, 2016, 73(12): 829-837. |
| [10] | Bünger J, Schappler-Scheele B, Hilgers R, et al. A 5-year follow-up study on respiratory disorders and lung function in workers exposed to organic dust from composting plants[J]. International Archives of Occupational and Environmental Health, 2007, 80(4): 306-312. DOI:10.1007/s00420-006-0135-2 |
| [11] | Smith D J, Timonen H J, Jaffe D A, et al. Intercontinental dispersal of bacteria and archaea by transpacific winds[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2013, 79(4): 1134-1139. DOI:10.1128/AEM.03029-12 |
| [12] | Weil T, De Filippo C, Albanese D, et al. Legal immigrants: invasion of alien microbial communities during winter occurring desert dust storms[J]. Microbiome, 2017, 5(1). DOI:10.1186/s40168-017-0249-7 |
| [13] | Fisher M C, Hawkins N J, Sanglard D, et al. Worldwide emergence of resistance to antifungal drugs challenges human health and food security[J]. Science, 2018, 360(6390): 739-742. DOI:10.1126/science.aap7999 |
| [14] | Fisher M C, Henk D A, Briggs C J, et al. Emerging fungal threats to animal, plant and ecosystem health[J]. Nature, 2012, 484(7393): 186-194. DOI:10.1038/nature10947 |
| [15] | Brown G D, Denning D W, Gow N A R, et al. Hidden killers: human fungal infections[J]. Science Translational Medicine, 2012, 4(165). DOI:10.1126/scitranslmed.3004404 |
| [16] | Fung F, Clark R F. Health effects of mycotoxins: a toxicological overview[J]. Journal of Toxicology: Clinical Toxicology, 2004, 42(2): 217-234. DOI:10.1081/CLT-120030947 |
| [17] | Pearson C, Littlewood E, Douglas P, et al. Exposures and health outcomes in relation to bioaerosol emissions from composting facilities: a systematic review of occupational and community studies[J]. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part B, 2015, 18(1): 43-69. DOI:10.1080/10937404.2015.1009961 |
| [18] | Taha M P M, Pollard S J T, Sarkar U, et al. Estimating fugitive bioaerosol releases from static compost windrows: feasibility of a portable wind tunnel approach[J]. Waste Management, 2005, 25(4): 445-450. DOI:10.1016/j.wasman.2005.02.013 |
| [19] | Mbareche H, Dumont-Leblond N, Bilodeau G J, et al. An overview of bioinformatics tools for DNA meta-barcoding analysis of microbial communities of bioaerosols: digest for microbiologists[J]. Life, 2020, 10(9). DOI:10.3390/life10090185 |
| [20] | Findley K, Oh J, Yang J, et al. Topographic diversity of fungal and bacterial communities in human skin[J]. Nature, 2013, 498(7454): 367-370. DOI:10.1038/nature12171 |
| [21] | Bru-Adan V, Wéry N, Moletta-Denat M, et al. Diversity of bacteria and fungi in aerosols during screening in a green waste composting plant[J]. Current Microbiology, 2009, 59(3): 326-335. DOI:10.1007/s00284-009-9438-3 |
| [22] | Le Goff O, Bru-Adan V, Bacheley H, et al. The microbial signature of aerosols produced during the thermophilic phase of composting[J]. Journal of Applied Microbiology, 2010, 108(1): 325-340. DOI:10.1111/j.1365-2672.2009.04427.x |
| [23] | Gao M, Qiu T L, Sun Y M, et al. The abundance and diversity of antibiotic resistance genes in the atmospheric environment of composting plants[J]. Environment International, 2018, 116: 229-238. DOI:10.1016/j.envint.2018.04.028 |
| [24] | Gao M, Jia R Z, Qiu T L, et al. Size-related bacterial diversity and tetracycline resistance gene abundance in the air of concentrated poultry feeding operations[J]. Environmental Pollution, 2017, 220: 1342-1348. DOI:10.1016/j.envpol.2016.10.101 |
| [25] | Parks D H, Tyson G W, Hugenholtz P, et al. STAMP: statistical analysis of taxonomic and functional profiles[J]. Bioinformatics, 2014, 30(21): 3123-3124. DOI:10.1093/bioinformatics/btu494 |
| [26] | Knights D, Kuczynski J, Charlson E S, et al. Bayesian community-wide culture-independent microbial source tracking[J]. Nature Methods, 2011, 8(9): 761-763. DOI:10.1038/nmeth.1650 |
| [27] | Gu W J, Lu Y S, Tan Z Y, et al. Fungi diversity from different depths and times in chicken manure waste static aerobic composting[J]. Bioresource Technology, 2017, 239: 447-453. DOI:10.1016/j.biortech.2017.04.047 |
| [28] | Wang K, Yin X B, Mao H L, et al. Changes in structure and function of fungal community in cow manure composting[J]. Bioresource Technology, 2018, 255: 123-130. DOI:10.1016/j.biortech.2018.01.064 |
| [29] | Peng J, Wang K, Yin X B, et al. Trophic mode and organics metabolic characteristic of fungal community in swine manure composting[J]. Frontiers of Environmental Science & Engineering, 2019, 13(6). DOI:10.1007/s11783-019-1177-5 |
| [30] | Cao G T, Song T T, Shen Y Y, et al. Diversity of bacterial and fungal communities in wheat straw compost for Agaricus bisporus cultivation[J]. HortScience, 2019, 54(1): 100-109. DOI:10.21273/HORTSCI13598-18 |
| [31] | Neher D A, Weicht T R, Bates S T, et al. Changes in bacterial and fungal communities across compost recipes, preparation methods, and composting times[J]. PLoS One, 2013, 8(11). DOI:10.1371/journal.pone.0079512 |
| [32] | Ekinci K, Keener H M, Akbolat D. Effects of feedstock, airflow rate, and recirculation ratio on performance of composting systems with air recirculation[J]. Bioresource Technology, 2006, 97(7): 922-932. DOI:10.1016/j.biortech.2005.04.025 |
| [33] | Wang K, Li X K, He C, et al. Transformation of dissolved organic matters in swine, cow and chicken manures during composting[J]. Bioresource Technology, 2014, 168: 222-228. DOI:10.1016/j.biortech.2014.03.129 |
| [34] |
王伟东, 王小芬, 朴哲, 等. 堆肥化过程中微生物群落的动态[J]. 环境科学, 2007, 28(11): 2591-2597. Wang W D, Wang X F, Piao Z, et al. Microbial dynamics during the composting process[J]. Environmental Science, 2007, 28(11): 2591-2597. DOI:10.3321/j.issn:0250-3301.2007.11.032 |
| [35] | Yamamoto N, Bibby K, Qian J, et al. Particle-size distributions and seasonal diversity of allergenic and pathogenic fungi in outdoor air[J]. The ISME Journal, 2012, 6(10): 1801-1811. DOI:10.1038/ismej.2012.30 |
| [36] | Rafiq M, Nadeem S, Hassan N, et al. Fungal recovery and characterization from Hindu Kush mountain range, Tirich Mir glacier, and their potential for biotechnological applications[J]. Journal of Basic Microbiology, 2020, 60(5): 444-457. DOI:10.1002/jobm.201900608 |
| [37] | Manamgoda D S, Cai L, Bahkali A H, et al. Cochliobolus: an overview and current status of species[J]. Fungal Diversity, 2011, 51(1): 3-42. DOI:10.1007/s13225-011-0139-4 |
| [38] | Alves-Barbosa M, Costa P M O, Malosso E, et al. Two new species of dictyosporium and helminthosporium (Ascomycota) from the brazilian atlantic forest[J]. Nova Hedwigia, 2017, 105(1-2): 65-73. DOI:10.1127/nova_hedwigia/2017/0401 |
| [39] | Silva C R, Gusmão L F P, Castañeda-Ruiz R F. Dictyosporium amoenum sp. nov. from Chapada Diamantina, Bahia, Brazil[J]. Mycotaxon, 2015, 130(4): 1125-1133. |
| [40] |
蔡涵冰, 冯雯雯, 董永华, 等. 畜禽粪便和桃树枝工业化堆肥过程中微生物群演替及其与环境因子的关系[J]. 环境科学, 2020, 41(2): 997-1004. Cai H B, Feng W W, Dong Y H, et al. Microbial community succession in industrial composting with livestock manure and peach branches and relations with environmental factors[J]. Environmental Science, 2020, 41(2): 997-1004. |
| [41] | Pegler D. The genus Lentinula (Tricholomataceae tribe Collybieae)[J]. Sydowia, 1983, 36: 227-239. |
| [42] | Kuncčicč M K, Kogej T, Drobne D, et al. Morphological response of the halophilic fungal genus Wallemia to high salinity[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2010, 76(1): 329-337. DOI:10.1128/AEM.02318-09 |
| [43] | Zajc J, Gunde-Cimerman N. The genus Wallemia-from contamination of food to health threat[J]. Microorganisms, 2018, 6(2). DOI:10.3390/microorganisms6020046 |
| [44] | Kinuura H, Kobayashi M. Death of Quercus crispula by inoculation with adult Platypus quercivorus (Coleoptera: Platypodidae)[J]. Applied Entomology and Zoology, 2006, 41(1): 123-128. DOI:10.1303/aez.2006.123 |
| [45] | Reynolds N K, Benny G L, Ho H M, et al. Phylogenetic and morphological analyses of the mycoparasitic genus Piptocephalis[J]. Mycologia, 2019, 111(1): 54-68. DOI:10.1080/00275514.2018.1538439 |
| [46] | O'Dea C, Zhang Q, Staley C, et al. Compositional and temporal stability of fecal taxon libraries for use with SourceTracker in sub-tropical catchments[J]. Water Research, 2019, 165. DOI:10.1016/j.watres.2019.114967 |
| [47] | Yang K X, Li L, Wang Y J, et al. Airborne bacteria in a wastewater treatment plant: emission characterization, source analysis and health risk assessment[J]. Water Research, 2019, 149: 596-606. DOI:10.1016/j.watres.2018.11.027 |
| [48] | Qi Y Z, Li Y P, Xie W W, et al. Temporal-spatial variations of fungal composition in PM2.5 and source tracking of airborne fungi in mountainous and urban regions[J]. Science of the Total Environment, 2020, 708. DOI:10.1016/j.scitotenv.2019.135027 |
| [49] | De Rooij M M T, Hoek G, Schmitt H, et al. Insights into livestock-related microbial concentrations in air at residential level in a livestock dense area[J]. Environmental Science & Technology, 2019, 53(13): 7746-7758. |
| [50] | Li L Y, Wang Q, Bi W J, et al. Municipal solid waste treatment system increases ambient airborne bacteria and antibiotic resistance genes[J]. Environmental Science & Technology, 2020, 54(7): 3900-3908. |