2021, Vol. 42
2. 江苏省地理信息资源开发与利用协同创新中心, 江苏省环境演变与生态建设重点实验室, 江苏省水土环境生态修复工程实验室, 南京 210023;
3. 宿州学院环境与测绘工程学院, 宿州 234000
, LI Zhi-chun1,2,3 , WANG Xuan1,2 , ZHANG Si-yuan1,2 , WANG Hui-min1 , LI Rong-qiang1 , WANG Guo-xiang1,2
, LI Qi-meng1,2
2. Jiangsu Center for Collaborative Innovation in Geographical Information Resource Development and Application, Jiangsu Key Laboratory of Environmental Change and Ecological Construction, Jiangsu Engineering Laboratory of Water and Soil Eco-remediation, Nanjing 210023, China;
3. School of Environment and Surveying Engineering, Suzhou University, Suzhou 234000, China
富营养化湖泊蓝藻水华暴发时期, 大量藻类碎屑聚集、沉降和分解(蓝藻水华衰亡), 造成水质严重恶化[1, 2].有机碳作为湖泊碳循环的关键组分, 藻源性有机碳的迁移和转化显著改变了湖泊碳循环强度[3, 4].由于蓝藻衰亡会释放大量藻内含物到上覆水中, 这些藻内含物会生成各种次级代谢产物[5].蓝藻水华衰亡过程影响着诸如光化学反应、微生物生长和污染物迁移等重要生物地球化学过程, 因此探究蓝藻水华衰亡过程中溶解性有机物的迁移转化对于湖泊生态学研究有重要的意义.
蓝藻衰亡释放出的溶解性有机物(dissolved organic matter, DOM)[6, 7]含有多种复杂成分, 主要由类腐殖质(占50 %~80 %)、类蛋白质以及碳水化合物等组成[8, 9], 其迁移和转化对于湖泊碳循环有重要意义.紫外-可见吸收光谱(UV-visible absorption spectroscopy, UV-vis)和三维荧光光谱(excitation-emission matrix spectroscopy, EEMs) 能快速对有机物进行定性和定量判别, 并且可以方便快捷地揭示DOM的化学特性[10, 11].Li等[12]的研究利用a254、E2/E3和E3/E4等UV-vis光谱的特征参数定量描述DOM特征.Stedmon等[13]把平行因子分析法(parallel factor analysis, PARAFAC)应用到三维荧光光谱的分析中, 对于叠加的荧光峰进行准确的识别, 增强了荧光光谱的定量译制能力[14].
近年来, 国内外学者对于自然水体中DOM的时空分布和来源影响进行了大量研究[9, 15~17], 但对于实验模拟验证DOM的来源、迁移转化和对溶解性碳的影响鲜见报道[18].室内模拟实验是接近原位情况下, 通过自由设定条件, 来表征各种驱动因素的影响.相较于野外干扰因素太多, 室内模拟实验能够较准确分析驱动因素, 从而深入研究整个变化过程.本研究通过室内模拟蓝藻水华衰亡过程, 探究上覆水中的溶解性氧(dissolved oxygen, DO)、氧化还原电位(oxidation-reduction potential, ORP)和pH等水质参数变化, 并通过UV-vis光谱及EEMs光谱探究蓝藻水华衰亡过程中上覆水DOM动态变化特征, 进而深入认识湖泊富营养化过程对湖泊碳循环的影响机制.
1 材料与方法 1.1 实验系统建立2018年7月中旬, 在太湖竺山湾符渎港附近开阔水域(N31°24′38.40″, E120°02′12.45″)使用彼得森采泥器采集表层0~20 cm的沉积物.同时, 原位采集符渎港湖水样品及新鲜蓝藻样品, 分别装入不同塑料桶中, 采集当天运回实验室以建立实验系统.
在实验室中, 将采集的沉积物样品过100目筛后去除杂质并充分混匀, 将湖水通过300目尼龙网布过滤.向每根直径6.5 cm、高30 cm的有机玻璃管中添加300 g混匀的沉积物样品, 并加入560 mL湖水, 不加盖.将装好水样和沉积物的有机玻璃管垂直放入装有加热棒的水箱中进行水浴, 温度始终控制在(28±0.5)℃, 期间每天测定上覆水理化指标, 观察平行样品差异性.
水-沉积物系统建立完毕后放置一周, 待测定各项理化指标包括pH、DO和ORP基本稳定后, 再进行蓝藻添加.本研究实验组分为加藻组(M)和对照组(K), 加藻组通过加入新鲜蓝藻150 g模拟野外条件蓝藻水华衰亡分解, 用磁力搅拌器将藻浆混合均匀, 而对照组不加蓝藻作为空白对照, 如图 1所示.
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图 1 蓝藻水华衰亡过程室内模拟实验系统设计 Fig. 1 Design of indoor simulation experiment system for the decaying process of algal blooms |
蓝藻分解阶段过程中每天根据实际情况用5~10 mL高纯水补充上覆水水量以保证实验正常进行.每次采样, 分别同时采集加藻组3根有机玻璃管和对照组3根有机玻璃管中的上覆水样品, 采集的上覆水是沉积物以上5~10 cm处的水[19, 20], 保证样品测定指标平行性质量控制, 在蓝藻消失前(第1、3、5、9、13 d)、蓝藻消失后(第13、18、22 d)和实验后期(第31、46、61 d)分别采集样品, 实验期间共采样10次.实验过程中, 添加蓝藻前采样1次, 观察上覆水表层蓝藻从投加开始直至腐解为无明显团状蓝藻漂浮时实验结束.
1.2 上覆水理化指标测定方法上覆水DO、ORP和pH指标应用美国Hach公司校准的探针进行测定.上覆水经孔径0.7 μm Whatman玻璃纤维滤膜(450℃灼烧4 h)过滤后用碳氮元素分析仪(Multi N/C 3100; AnalytikJena, 德国)测定溶解性有机碳(dissolved organic carbon, DOC)的含量.测定方法为燃烧氧化-非分散红外吸收法, 定量方法为差减法, 即先测得总溶解性碳(total dissolved carbon, TDC)浓度, 然后测得溶解性无机碳(dissolved inorganic carbon, DIC)浓度, 通过TDC浓度减去DIC浓度获得DOC浓度.
1.3 光谱及相关指数测定紫外吸收光谱采用分光光度计(UV-6100; MAPADA, 上海)测定, 用Milli-Q超纯水作空白, 用10 mm石英比色皿在扫描波长为200~800 nm范围内测定吸光度, 扫描间隔为1 nm.三维荧光光谱采用荧光分光光度计进行测定.设定激发波长(Ex) 为200~500 nm, 波长间隔为5 nm; 发射波长(Em)为250~600 nm, 波长间隔为0.1 nm, 扫描速度为1 200 nm·min-1.光谱相关参数如表 1所示.
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表 1 紫外-可见光谱和三维荧光光谱相关参数描述 Table 1 Description of ultraviolet-visible absorption spectrum parameters and fluorescence spectrum parameters |
1.4 数据分析
三维荧光光谱测定结果扣除Mill-Q超纯水数据以去除拉曼散射影响, 并结合Delaunnay三角形内插值法[29]修正去除瑞利散射.利用MATLAB 2019a软件对光谱数据进行平行因子分析, 采用N-way和DOMFluor工具箱[13], 利用拉曼光谱数据对荧光强度进行Raman归一化处理以消除样品浓度带来的光谱影响, 并通过核一致性分析确定荧光组分数, 利用折半性来分析结果的可靠性.应用R软件对上覆水DOM的特征参数进行相关性分析, 利用Origin软件绘制相关图形.
2 结果与讨论 2.1 蓝藻不同衰亡阶段上覆水DO、ORP、pH和DOC变化在蓝藻衰亡阶段, 加藻组上覆水的理化指标出现了明显变化(图 2).加藻组上覆水的初始DO为3.04 mg·L-1, 在0~3 d迅速降低, 在第3 d降低到0.23 mg·L-1, 说明蓝藻降解释放大量DOC消耗大量氧气, 引起水体缺氧[30, 31].在第5~31 d, DO浓度维持在最低的浓度水平, 蓝藻持续降解消耗DO.在第31 d后, 上覆水的DO浓度逐渐增加并恢复到正常水平.对照组的DO总体看来是呈上升趋势的.加藻组上覆水的初始ORP为241 mV, 在0~3 d降低到最低-307 mV, 随后缓慢上升直至183 mV与对照组相近, 说明蓝藻在前3 d内氧化分解使得ORP降低.对照组的ORP一开始也是逐渐下降的, 可能是系统中原本含有的有机物造成ORP降低.实验开始时, 水体呈碱性, 加藻组的初始pH为7.29, 在0~5 d逐渐降低, 在第5 d降低到最低6.01, 表明蓝藻开始降解时其含有的蛋白质、脂类和糖类物质发生降解, 这三大物质降解会产生许多次级代谢产物如有机酸[32], 使水体变成酸性; 在第5 d后pH逐渐上升, 最后稳定在7.5~8之间.对照组的pH先升高后降低, 始终稳定在7~8之间.
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图 2 蓝藻衰亡过程中上覆水DO浓度、ORP和pH变化 Fig. 2 Variations in DO, ORP, and pH of overlying water during algal bloom decay |
图 3是上覆水DOC和DIC浓度随时间的变化情况.对照组的DOC和DIC在整个实验过程中基本保持不变, 平均值分别为7.20 mg·L-1和23.32 mg·L-1.加藻组的DOC在1~9 d迅速升高, 在第9 d达到最大值129.77 mg·L-1, 随后DOC浓度逐渐降低; 而DIC浓度在第22 d达到最大值64.12 mg·L-1.说明蓝藻降解在前9 d内释放大量DOC, 随后DOC逐渐转化为DIC, 同时使得水体pH下降.前人的研究表明DOC向DIC转化的趋势可能与微生物活动有关[4, 30], 微生物促进了溶解性腐殖质的矿化[33].综合理化指标和碳浓度变化情况可知, 蓝藻降解消耗DO并释放大量DOC, DOC向DIC转化改变了水体氧化还原环境和酸碱环境[4].
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图 3 蓝藻衰亡过程中上覆水溶解性碳(DOC和DIC)的变化 Fig. 3 Variations in dissolved carbon (DOC & DIC) of overlying water during algal bloom decay |
UV-vis光谱可以反映水样中DOM的紫外吸收特性[34].对比蓝藻不同衰亡阶段上覆水在240~300 nm的紫外吸收光谱[图 4(a)], 第5~22 d的吸光度比其余时间的吸光度明显要高, 说明蓝藻衰亡过程中产生芳香性高、结构复杂的难降解有机物.
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图 4 蓝藻衰亡过程中上覆水UV-vis吸收光谱参数变化 Fig. 4 Variations in UV-vis absorption spectrum parameters of overlying water in algal bloom decay |
本研究用a254和a355[图 4(b)和4(c)]表示DOM的相对浓度, 加藻组的a254和a355都在前5 d内升高, 在第5 d分别达到最大值132.08 m-1和42.72 m-1, 随后都在第5 d后逐渐下降, 说明实验前期蓝藻分解释放大量DOM[35].
为了进一步分析上覆水DOM的特性, 本研究分析了紫外-可见光谱中相关参数, 具体包括E2/E3、E3/E4和URI的变化情况, 用来分析水体DOM腐殖质的腐殖化程度、芳香性、相对分子质量以及来源.如图 4(e)所示, 第1 d后加藻组的E2/E3(平均值为4.22)明显小于对照组(平均值为6.28), 加藻组的E2/E3在第5 d最低为3.44, E2/E3与DOM的分子量呈反比[21], 表明加藻组在蓝藻开始分解后产生大量分子量较高的DOM.E3/E4用来衡量腐殖质的腐殖化程度、芳香性以及相对分子质量等, 与腐殖化程度呈负相关, 一般而言, 当E3/E4 < 3.5时腐殖质以腐殖酸为主, E3/E4>3.5时以富里酸为主[12].如图 4(f)所示, 实验全程对照组的E3/E4(平均值为5.85)均大于3.5, 且明显高于加藻组(平均值为3.90), 说明加藻组的腐殖化程度较高, 在第3~9 d加藻组的E3/E4小于3.5(第5 d的最低值为2.64)表明这段时间内DOM以腐殖酸为主.URI与芳香性呈负相关[22], 如图 4(d)所示, 第1 d后加藻组的URI(平均值为4.28)明显小于对照组(平均值为18.70), 加藻组的URI在第3~22 d维持在3.12~4.07之间, 说明这段时间DOM的芳香性很高.总的来说, 蓝藻衰亡释放出大量芳香性很高、腐殖化程度高的DOM[36], 并且DOM在实验中后期被逐渐降解[37].
2.3 不同蓝藻衰亡阶段上覆水荧光参数分析本文对上覆水DOM的荧光光谱特征参数进行了分析, 结果如图 5所示.荧光指数FI可以表征DOM中腐殖质的来源, FI>1.9表示以微生物代谢自生源为主[23].由图 5(a)可知, 加藻组的FI(平均值为3.32)在实验全程均大于1.9且明显高于对照组(平均值为2.84), 说明加藻组DOM中的腐殖质是由微生物代谢自身产生的.腐殖化指数HIX用来表征DOM腐殖化程度, HIX < 4表示腐殖化程度较弱且腐殖质以自生源为主[25].由图 5(b)可知, 在第3~13 d加藻组的HIX(平均值为3.48)均小于4, 说明蓝藻降解时腐殖质主要由自身降解产生.BIX用于衡量内源物质对水体DOM的相对贡献, BIX>1表示DOM的新生自生源占主要贡献, 0.6~0.7表示自生源较少[26], 由图 5(c)可知, 第3~13 d加藻组的新生DOM较多.新鲜度指数β: α反映了新生DOM在整体DOM中所占的比例[27], 如图 5(d)所示, 第1~22 d加藻组的β: α(平均值为0.82)高于其余时间段, 且比同时间段对照组的β: α(平均值为0.69)高, 表明加藻组新生成的DOM较多.Fn280和Fn355分别表示类蛋白质和类腐殖质的相对浓度水平[28].由图 5(e)和图 5(f)可知, 实验全程对照组的Fn280和Fn355基本保持不变, 说明对照组的类蛋白质和类腐殖质的相对浓度无明显变化.加藻组的Fn280在第1~9 d持续增加, 在第9 d达到最大值3439.12, 随后迅速降低至351.22, 说明蓝藻分解初期会释放大量类蛋白质并在随后被逐渐降解.加藻组的Fn355在第1~9 d持续增加, 在第9 d达到最大值1 904.56, 随后缓慢降低至1 211.64, 说明蓝藻分解也会产生类腐殖质并被缓慢降解.结合Fn280和Fn355的数据, 可以看出蓝藻衰亡释放出的类蛋白质会转化为类腐殖质[18].
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图 5 蓝藻衰亡过程中上覆水三维荧光光谱参数变化 Fig. 5 Variations in fluorescence spectrum parameters of overlying water during algal bloom decay |
通过PARAFAC对上覆水进行三维荧光解析, 基于多种诊断标准和分割验证, 建立了3组分模型, 3个组分的荧光光谱如图 6所示.导出荧光组分与OpenFluor数据库[38]进行了交叉引用, 这为这些有机荧光载体与全球其他研究报告的类似物提供了背景, 表 2列出了这3个组分的荧光组分特征.
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(a)第1 d, (b)第3 d, (c)第5 d, (d)第9 d, (e)第13 d, (f)第18 d, (g)第22 d, (h)第31 d, (i)第61 d 图 6 蓝藻衰亡过程中加藻组上覆水EEM光谱变化 Fig. 6 Variations in fluorescence spectrum of overlying water in the group with added algae biomass during algal bloom decay |
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表 2 上覆水样品DOM的荧光组分特征 Table 2 Characteristics of fluorescent components of overlying water DOM |
解析出的组分中包括2个组分为类腐殖质(C1和C3)和1个类蛋白质组分(C2), 如图 7所示.其中, 组分C1[Ex/Em=350 (270)/450 nm]含有两个峰[图 7(a)], 分别属于可见区类腐殖质类荧光峰C和紫外区腐殖质荧光峰A[24], 体现长波类腐殖质的荧光特性, 主要是水体自生及人类活动影响产生.类腐殖酸是一类含有大量长链烷烃和少量芳香基和碳水化合物的物质, 是由于有机质不完全分解而产生, 代表较难降解的DOM[15].组分C2[Ex/Em=280 (340)/375 nm]含有两个峰[图 7(b)], 与在自然水域的环境中发现类蛋白质峰[Ex/Em=270~295/330~380 nm]光谱特征相对应, 其峰值与氨基酸色氨酸荧光相似[42], 主要是由浮游植物产生的[41].组分C3[Ex/Em=220/420 nm]含有一个峰[图 7(c)], 体现短波腐殖质的荧光特性, 主要是类富里酸[43], 与微生物活动密切相关.
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图 7 PARAFAC解析出3个荧光组分和加藻组各组分荧光强度变化 Fig. 7 Fluorescence spectra of three components identified by PARAFAC model and variations in fluorescence intensity of three components in the group with added algae biomass during algal bloom decay |
图 7(d)是加藻组上覆水不同组分荧光强度变化.加藻组的3种组分的荧光强度在第1~9 d迅速升高, C1、C2和C3在第9d分别升高到最大值1 767.64、3 356.39和2 832.28, 说明蓝藻降解初期释放产生大量类蛋白质, 同时微生物代谢产生大量类富里酸.在第9~13 d时C2和C3的荧光强度迅速下降, C1缓慢下降, 说明大部分类蛋白质和微生物代谢产生的类富里酸被迅速降解, 难降解的类腐殖质浓度下降缓慢.Stedmon等[45]的实验表明, 光降解去除了大部分浮游植物产生的内源类腐殖质, 而类蛋白质同时受到光降解和微生物作用, 这就造成了二者降解速率的差异, 体现在本实验中就是类蛋白质C2比类腐殖质C1下降得快, 乔煜琦等[18]的模拟实验中也有相似现象.在第13~22 d内C1和C3的荧光强度有略微上升的趋势, C2持续下降, 说明类蛋白质部分被转化为类腐殖质.在第22 d后, C1、C2和C3的荧光强度逐渐降低直至实验结束, 说明此阶段蓝藻分解基本完成, 对释放出来的有机质进一步降解.对比第61 d的对照组和加藻组, 类蛋白质和微生物产生的类富里酸基本处于相同浓度水平, 加藻组的类腐殖质浓度高出对照组许多, 说明蓝藻分解产生的DOM最终产物大部分转化为较难降解类腐殖质.蓝藻衰亡为异养型微生物提供了大量营养元素并使其迅速繁殖[46], 这些微生物既可以促进蓝藻降解产生DOM[18], 同时又可以加快对新生DOM的降解[47].
2.4 DOM光谱参数及水质参数相关性分析为了进一步研究上覆水的DOM特征, 本研究基于理化指标、紫外-可见光谱特征参数和三维荧光光谱参数进行了相关性分析(P < 0.05), 结果如图 8所示.
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图 8 加藻组上覆水理化指标、紫外-可见光谱参数以及三维荧光光谱参数的相关性分析 Fig. 8 Correlations between physicochemical indexes and spectral characteristics based on UV-vis and EEMs in group with added algae biomass |
ORP与DO呈显著正相关, 相关系数达到0.89(P < 0.05), 表明蓝藻降解消耗DO的同时也使得水体ORP下降[4]; pH与DOC呈显著负相关, 相关系数为-0.8(P < 0.05), 说明蓝藻降解释放DOC的时候pH明显下降, 这与蓝藻降解会释放大量有机酸改变水体pH相符合[32].
加藻组上覆水的C2和C3呈现显著正相关, 相关系数达到0.93(P < 0.05), 表明C2和C3有很高的同源性, 蓝藻降解产生的类蛋白质大部分被微生物降解成类富里酸; 而C1和C2以及C1和C3的相关性不大、并不显著, 表明C1与C2和C3来源不同.C1与Fn355有显著正相关关系, 相关系数为1(P < 0.05), 与C1的类腐殖质成分相一致[9]; C2与DOC和Fn280都有显著正相关关系, 相关系数分别为0.93(P<0.05)和0.98(P<0.05), 与Fn280代表的蛋白质相对浓度相一致, 高洁等[48]的研究中也体现出相似的相关性, 表明蓝藻降解释放的类蛋白为DOM的重要组分[35]并且造成了DOC浓度的增加; C3与FI、BIX和β: α呈显著正相关, 说明C3是新生DOM, 是由微生物代谢生成的类富里酸.
3 结论(1) 蓝藻衰亡在前9 d内释放大量有机质, 使得上覆水DOC浓度升高, 消耗上覆水DO, 水体ORP下降, 随后这些有机质慢慢降解为小分子酸, DOC向DIC的转化使pH降低.
(2) 加藻组的UV-vis光谱参数变化如下：a254和a355都在前9 d升高, E2/E3在第5 d最低, E3/E4在第3~9 d都小于3.5, URI从第3 d开始维持在较低水平.这些光谱参数说明蓝藻衰亡过程中产生芳香性高、结构复杂的有机物.
(3) EEM-PARAFAC分析结果表明加藻组上覆水中有3种组分, 其中C1为难降解的类腐殖质, C2为蓝藻降解释放的类蛋白质色氨酸, C3为微生物活动产生的类腐殖质富里酸.蓝藻衰亡产生的类蛋白质大部分被微生物降解成类富里酸, 生成的DOM最终大部分转化为较难降解类腐殖质, 异养型微生物促进蓝藻降解产生DOM同时加快对新生DOM的降解.
(4) 相关性分析表明加藻组上覆水的C2和C3呈现显著正相关, C1和C2以及C1和C3的相关性不大.C1与Fn355有显著正相关关系, C2与DOC和Fn280都有显著正相关关系, C3与FI、BIX和β: α呈显著正相关.相关性分析的结果显示可以用光谱参数变化与DOM的特征变化相符合.
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