2020, Vol. 41
近年来大气中CO2等温室气体含量不断增加, 为维持大气CO2浓度在合理水平, CO2的捕获与封存技术被广泛关注[1, 2].农业生态系统是重要的温室气体排放源之一, 其排放量占全球温室气体排放总量的17%~32%[3].与此同时, 农作物秸秆的不合理处置不仅导致环境问题亦是一种资源的浪费[4].将农作物秸秆制备成生物质炭, 光合作用碳的至少50%可被捕获[5].同时生物质炭化也可能是农作物秸秆等农业废弃物合理处置与利用的有效途径之一[6].
生物质炭是指由含碳量丰富的生物质材料在无氧或者缺氧条件下经低温(< 700℃)热解炭化形成的细粒度、多孔性的高度芳香化的含碳物质, 具有比表面积大、持水性强、稳定性高和官能团丰富等特点[7].生物质炭作为一种土壤调理剂在土壤改良、养分增持和重金属钝化等方面表现出一定效果[8].同时生物质炭作为一种碳捕获剂对抑制土壤有机碳的分解, 降低CO2排放量也有显著作用[9~12], 这可能与生物质炭能够降低土壤呼吸温度敏感性有关[13, 14].土壤呼吸温度敏感性在一定程度上决定着气候变化与碳循环之间的关系, 揭示生态过程对气候变化的响应度, 常用Q10值来表示, 即温度每上升10℃土壤呼吸所增加的倍数[15].Q10值是用指数模型来表达土壤呼吸速率对温度变化的响应度, 其数值越大表示土壤呼吸对温度变化的响应度越大.因此生物质炭对土壤呼吸温度敏感性的作用效果可以在一定程度上影响生态系统碳平衡及全球气候变化进程[16].
由于地下生态过程复杂, 土壤呼吸温度敏感性受呼吸底物如有机碳的组分及质量、土壤微生物及环境因子等众多因素的影响, 生物质炭对土壤呼吸温度敏感性的影响仍存在较多不确定性[15, 16].有研究表明不同种类有机碳酶促反应的自由能存在差异, 对温度变化的敏感度也不同[17, 18], 有机碳是土壤呼吸的底物, 因此其对温度变化的响应度在一定程度上决定着土壤呼吸温度敏感性的高低.作为土壤有机碳的主要利用者, 土壤微生物群落结构及多样性的变化也可能影响土壤呼吸对温度变化的响应度[16].明确生物质炭对土壤呼吸温度敏感性影响的内在因素, 揭示土壤呼吸温度敏感性研究中不确定性来源, 有利于进一步认识具有土壤改良和碳捕获功能的生物质炭进入土壤环境后对土壤有机碳源/汇效应影响的作用机制.
1 材料与方法 1.1 供试材料供试土壤样品采自湖北省武汉市洪山区某蔬菜种植地的菜地土壤(由林荒地开垦而来, 种植蔬菜年限小于10 a).采集0~20 cm表层土, 去除植物残体、石块等杂物后于室内自然风干备用.土壤pH为7.06±0.02, 有机碳含量为19.67mg·g-1.
本试验所使用的生物质炭为400℃条件下制备的玉米秸秆生物质炭, 其pH为8.03±0.06.有机碳含量为570.4mg·g-1.
1.2 培养试验采用室内培养的试验方法, 将供试土壤与生物质炭按一定比例混合, 本试验设置2个主处理：①不添加生物质炭(CK), ②添加3%(质量分数)生物质炭(BC), 分别在4个温度条件下(5、15、25和35℃)进行培养.本试验处理共计4组, 分别记为5-CK和5-BC(表示温度5℃时不添加生物质炭和添加3%生物质炭, 其它代号依次类推)、15-CK和15-BC、25-CK和25-BC、35-CK和35-BC, 每个处理重复3次.
将风干后的供试土壤研磨过2 mm筛, 称取添加3%生物质炭(质量分数)和未添加生物质炭的供试土壤2.5 kg分别置于培养瓶, 利用重量法调节瓶内土壤含水量为最大田间持水量的65%±5%.将盛有NaOH溶液的小烧杯置于培养瓶内, 定期更换NaOH溶液保证土壤呼吸产生的CO2能被完全吸收.然后将培养瓶分别放置在5、15、25和35℃的恒温培养箱中, 并设置光照强度(每天：0~12 h为0 lx; 13~24 h为30 000 lx).在培养箱中培养时, 培养瓶随时随机调换位置, 每次取样完成后, 将培养瓶重新随机放置好.
1.3 样品的采集与测定分别在培养起始第1、3、5、7、14、21、28、35、49、63、77、91、105、119、133、147和161 d测定土壤CO2释放量, 共计测定17次.土壤样品的采集则分别在培养起始第0、7、35、77、119和161 d进行, 在培养瓶上、中和下层分别采集并混合均匀, 风干过筛后进行不同有机碳组分含量的测定.采用第0和161 d的土壤样品进行微生物群落的测定.单次取土量为40 g, 整个培养期间共取土240 g, 仅占土壤总质量的10%, 对土壤的扰动较小.
土样基本理化性质的测定[19]; CO2释放量用碱液吸收法测定; 土壤易氧化有机碳(EOC)及惰性有机碳(ROC)用高锰酸钾氧化法[20, 21]测定; 土壤细菌群落结构的检测采用16S rDNA扩增子测序, 采用CTAB方法对样本的基因组DNA进行提取, 琼脂糖凝胶电泳纯化PCR扩增产物, 使用Ion Plus Fragment Library Kit 48 rxns建库试剂盒进行文库的构建, 基于IonS5TMXL测序平台, 利用单端测序的方法进行测序.
1.4 数据处理与分析土壤CO2释放速率(Rs)的计算[22], 公式为：
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(1) |
式中, c1为放入培养瓶时的NaOH溶液浓度(mol·L-1); V1为放入培养瓶时NaOH溶液体积(mL); c2为取出培养瓶时NaOH溶液浓度(mol·L-1); V2为取出培养瓶时NaOH溶液体积(mL); m为培养瓶中剩余土的质量(kg); Δt为两次取样的间隔时间(d).
土壤呼吸温度敏感性Q10值采用指数模型拟合和计算[23], 公式为：
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(2) |
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(3) |
式中, Rs为土壤CO2释放速率[mL·(kg·d)-1], 由式(1)求得; T为培养温度(℃); b为温度系数; a为基质质量指数, 表示温度为0℃时土壤净呼吸速率.
采用Excel 2010和SPSS 22.0以及Origin Pro 9.2进行数据处理分析及相关图表的绘制.Q10值采用配对样本T检验, 其它部分则采用单因素方差分析(ANOVA)和最小显著差异法(LSD)进行显著性分析, 显著性水平为P < 0.05.
2 结果与分析 2.1 生物质炭输入对土壤呼吸的影响由图 1可知, 在培养前期(0~14 d), 相同培养温度下, BC处理土壤CO2累积释放量较CK处理均不同程度增加, 之后BC与CK处理间相差无几, 自第91 d开始, 生物质炭处理土壤CO2累积释放量逐渐降低(5℃除外).至培养结束时, 5、15、25和35℃条件下的BC处理较CK处理土壤CO2累积释放量分别降低了0.72%、12.34%、8.67%和5.23%, BC与CK处理间除5℃外的其它3个温度条件下均形成显著差异(P < 0.05).就整个培养期而言, 生物质炭的输入对土壤呼吸表现为前期激发和后期抑制的效应.
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图中5-CK和5-BC分别表示5℃下不添加生物质炭的CK处理和添加3%生物质炭的BC处理, 其他代号依次类推, 下同 图 1 不同取样时间各处理CO2的累积释放量 Fig. 1 Cumulative release of CO2 in each treatment at different sampling times |
在4个温度条件下, 无论是否添加生物质炭, 土壤CO2累积释放量均随温度的升高而增加.至培养结束时, CK处理15、25和35℃条件下的CO2累积释放量较5℃分别显著提升了42.41%、96.55%和154.62%(P < 0.05).而对于BC处理, 15、25和35℃条件下的CO2累积释放量分别在5℃基础上提高了25.75%、80.81%和143.06%(P < 0.05).可见, BC处理随温度升高其CO2累积释放量的增加幅度低于CK处理, 表明生物质炭的输入降低了CO2释放对温度的依赖.
2.2 生物质炭对土壤呼吸温度敏感性的影响培养试验不同取样节点的Q10值模型拟合结果见表 1.整个培养期内, CK处理的Q10值波动范围为1.27~1.50.在1~14 d内, Q10值的波动幅度较大, 14 d之后趋于稳定, 21~161 d的Q10平均值为1.37. BC处理的Q10值波动范围为1.25~1.68, 变化趋势与CK处理相似, 但BC处理Q10值在21~161 d的平均值仅为1.32, 且不同培养时间, BC处理的Q10值较CK处理均有不同程度地降低, 并与CK处理之间形成显著差异(P < 0.05).说明经过一段时间的稳定之后, 随着培养时间的延长, 生物质炭的输入可以显著降低土壤呼吸温度敏感性.相较于CK处理, 生物质炭输入对Q10值前期提高后期降低的作用效果与其对土壤呼吸前期促进后期抑制的结果相一致.
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表 1 土壤CO2释放速率与培养温度的拟合结果 Table 1 Fitting results of soil CO2 release rate and culture temperature |
2.3 生物质炭输入对土壤有机碳组分的影响 2.3.1 生物质炭输入对土壤易氧化有机碳组分的影响
土壤易氧化有机碳指的是土壤中能够被333 mmol·L-1高锰酸钾氧化的不稳定碳组分, 可用来指代有机碳的活性组分[20].生物质炭输入后土壤易氧化有机碳含量较CK处理显著升高(图 2), 培养起始第0 d, 5、15、25和35℃条件下的BC处理较CK处理土壤易氧化有机碳含量分别提高了57.64%、49.88%、59.45%和72.84%(P < 0.05).
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图 2 生物质炭输入前后土壤易氧化有机碳的动态变化特征 Fig. 2 Change of EOC in soil of each treatment before and after biochar input |
至培养结束时, 相较于第0 d, 无论是否添加生物质炭土壤易氧化有机碳含量的降幅均未随着温度梯度而发生规律性变化, 这可能归因于易氧化有机碳在短期内的快速矿化, 也可能是导致培养前期BC处理各温度条件下土壤CO2累积释放量较CK处理不同程度增加的原因之一.
2.3.2 生物质炭输入对土壤惰性有机碳组分的影响由图 3可见, 整个培养期内, 随着培养时间的变化, 不同温度下CK处理土壤惰性有机碳含量先快速下降后趋于平缓, 而相同条件的BC处理土壤惰性有机碳含量的波动范围则相对较小.至培养结束时, 相较于第0d, 5-CK、15-CK、25-CK和35-CK处理土壤惰性有机碳含量分别降低了32.34%、33.12%、37.53%和43.87%(P < 0.05), 降幅随温度的升高而增大.但是, 加入生物质炭的BC处理各温度条件下土壤惰性有机碳含量随时间的降幅较同期CK处理均不同程度收窄, 这说明生物质炭的添加削弱了土壤惰性有机碳组分对温度的依赖性.
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图 3 生物质炭输入前后土壤惰性有机碳的动态变化特征 Fig. 3 Change of ROC in soil of each treatment before and after biochar input |
同时, 培养结束时BC处理不同温度梯度下土壤惰性有机碳组分的变化结果也可在一定程度上呼应上述结论.与培养试验起始0 d相比, 161 d后的取样分析结果表明, 5-BC、15-BC、25-BC和35-BC处理土壤惰性有机碳含量分别下降了4.45%、3.35%、3.47%和4.94%, 不同温度处理间未形成显著差异, BC处理各温度条件下土壤惰性有机碳含量的降幅未随温度升高而依次递增.可见生物质炭的输入降低了土壤惰性有机碳的温度敏感性.生物质炭影响下土壤惰性有机碳温度敏感性的降低可能是导致土壤呼吸温度敏感性降低的因素之一.
2.4 生物质炭输入对土壤细菌群落的影响土壤细菌群落结构分析结果如图 4所示. 16S rDNA高通量测序检测出相对丰度位于前10且与碳、氮循环关系密切的功能菌有马赛菌属(Massilia)、鞘鞍醇单胞菌属(Sphingomonas)、嗜盐囊菌属(Haliangium)和假单胞菌属(Parabacteroides).比较而言, 生物质炭的输入对马赛菌属和嗜盐囊菌属的相对丰度有显著性影响.
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图中D015CK和D115CK分别表示培养第0和161 d温度为15℃下不添加生物质炭的CK处理, D015BC和D115BC分别表示培养第0和161 d温度为15℃下添加3%生物质炭的BC处理, 其他代号依次类推 图 4 不同处理土壤优势细菌属水平上相对分度 Fig. 4 Relative scale of the dominant genus of different treatments |
就马赛菌属而言, 至培养结束时, 15-CK、25-CK和35-CK处理其相对丰度分别为0.44%、0.21%和0.04%, 较第0 d下降了0.61%、1.16%和1.76%(P < 0.05), 呈现出随温度升高相对丰度降低的趋势.同时, 15-BC、25-BC和35-BC处理的相对丰度分别较第0 d下降了4.25%、7.38%和8.41%, 培养结束时其相对丰度分别为1.42%、0.42%和0.14%(P < 0.05).显然相较于CK处理其不同温度梯度下的降幅在变宽, 且温度梯度之间差异显著, 说明生物质炭的输入增加了马赛菌属的相对丰度及其温度敏感性.
与马赛菌属不同, 培养结束时, 15-CK、25-CK和35-CK处理嗜盐囊菌属的相对丰度分别为2.42%、3.42%和5.62%(P < 0.05), 在第0 d的基础上提高了0.96%、2.02%和4.22%, 呈现出随温度升高相对丰度增加的趋势, 温度梯度之间差异显著.相同条件下, 15-BC、25-BC和35-BC处理嗜盐囊菌属的相对丰度分别较第0 d升高了0.55%、1.42%和1.87%, 至161 d培养结束时, 其相对丰度分别为1.24%、2.47%和2.78%.与CK处理相比, 3个温度梯度下的增幅在收窄, 且其间差异不显著, 说明生物质炭的输入降低了嗜盐囊菌属的相对丰度及对温度的敏感性.生物质炭影响下, 随温度升高马赛菌属和嗜盐囊菌属相对丰度的改变一定程度上会降低土壤呼吸对温度上升的响应度, 这可能是导致培养结束时(161 d)BC处理土壤呼吸温度敏感性Q10值低于CK处理的部分原因所在(表 1).
3 讨论 3.1 生物质炭输入后土壤呼吸及其温度敏感性变化与有机碳组分的关系生物质炭输入土壤环境后在一定时间范围内对土壤呼吸起促进还是抑制作用与生物质炭自身所含有碳的稳定性及其对土壤中碳组分的影响有关.本研究中, 生物质炭输入在前期会促进土壤CO2释放, 土壤呼吸温度敏感性Q10值增加; 后期则对土壤呼吸表现为抑制效应, Q10值降低.生物质炭在前期促进土壤CO2释放, 这可能与土壤易氧化有机碳含量的升高有关, 生物质炭引入的活性有机碳被微生物利用引起激发效应, 在短期内促进了土壤CO2释放[24, 25].此外生物质炭的输入还可能通过改善土壤环境条件, 比如土壤孔隙结构使之利于土壤微生物的活动, 进一步加速土壤中不稳定碳组分矿化[26].
本研究培养中后期至培养结束, 与未添加生物质炭的CK处理相比, 生物质炭的输入降低了土壤CO2累积释放量, 同时土壤惰性有机碳含量的降幅收窄, 这可能与生物质炭自身的老化作用及其对土壤本体有机碳组分结合状态的影响有关[22].有研究表明生物质炭的输入可导致土壤-生物质炭体系中有机质组分与土壤团聚体的结合更加稳固, 使其中的碳不易被矿化[9].生物质炭添加引入的不稳定组分虽然在短期内可引起激发效应, 促进土壤矿化作用的发生, 但长远来看, 生物质炭添加后土壤有机质会通过系列物理保护过程抑制碳的矿化, 提高土壤碳的稳定性[10].
相较于CK处理, 培养中后期生物质炭的输入对土壤呼吸温度敏感性Q10值的作用效果也由前期提高变为后期降低, BC处理土壤惰性有机碳组分温度敏感性的降低可能对该趋势有一定贡献.生物质炭在矿化的过程中会形成移动性有机化合物与生物质炭结合在一起, 使得进入生物质炭空隙的有机碳难以被微生物利用, 对温度变化的响应度降低[27].另有研究认为生物质炭影响下Q10值的高低与土壤不同有机碳组分含量的变化有关[28], 生物质炭对土壤呼吸温度敏感性影响的机制还有待进一步探究.
3.2 生物质炭输入后土壤呼吸及其温度敏感性变化与细菌群落结构的关系土壤微生物是土壤有机质的主要利用者, 是连接土壤碳循环的主要环节之一, 土壤呼吸温度敏感性的变化不仅来源于土壤环境条件及呼吸底物等影响因子, 更与土壤微生物密切相关[15, 16].一般情况下, 随着温度的升高, 土壤呼吸的Q10值下降, 这可能与呼吸底物组分及土壤某些微生物的热适应性有关[29].
生物质炭可通过自身孔隙结构和化学组成改善土壤理化性质如有机碳的组成及质量以影响土壤微生物的功能与多样性[26, 30].本研究结果显示, 培养初期生物质炭的输入提高了以易降解有机质为底物且生长迅速的马赛菌属的相对丰度[31, 32].马赛菌属丰度的提高会加速易分解有机碳的利用, 从而对土壤呼吸产生激发效应, 与本研究中培养初期生物质炭输入后土壤CO2累积释放量高于对照的结果一致.有研究发现马赛菌属的相对丰度与土壤活性有机碳含量呈正相关关系, 生物质炭添加后马赛菌属相对丰度的提高可能与土壤中易氧化有机碳含量的升高有关[26, 31, 33].培养结束时, 生物质炭的输入提高了马赛菌属的温度敏感性, 使不同温度梯度下相对丰度的降幅变宽, 增加了各温度条件下马赛菌属相对丰度的差值, 使得相对低温条件下, 马赛菌属相对丰度较高温条件高出的幅度更大, 可降低土壤呼吸对温度升高的响应度.
嗜盐囊菌属是黏细菌的一种, 具有很强的有机质分解能力[34], 因此嗜盐囊菌属丰度高可能不利于有机碳的稳定.本研究中嗜盐囊菌属的相对丰度随温度的升高而增大, 随着气候变暖嗜盐囊菌属可能对土壤环境中CO2释放的贡献更大.生物质炭对其相对丰度及温度敏感性的降低有利于将碳储存在土壤中, 降低土壤CO2释放对温度升高的敏感度.生物质炭影响下, 随温度变化土壤中嗜盐囊菌属和马赛菌属相对丰度的改变可能是导致土壤呼吸温度敏感性降低的又一重要因素.
4 结论(1) 生物质炭的输入在培养前期会促进土壤呼吸, 后期则表现为抑制作用.至培养结束时, BC处理不同程度降低了各温度条件下土壤CO2的累积释放量.说明在短期的激发效应之后, 生物质炭仍表现出较强的固碳减排潜力, 且生物质炭输入降低了土壤CO2释放对温度的依赖.
(2) 生物质炭的输入显著降低了土壤呼吸温度敏感性Q10值.
(3) 土壤惰性有机碳在生物质炭输入前随温度升高, 其含量下降幅度增大, 生物质炭的输入削弱了其对温度的依赖性.
(4) 16S rDNA高通量测序结果显示, 至培养结束时, 生物质炭输入前后土壤中马赛菌属的相对丰度均随温度的升高而降低, 但生物质炭的输入显著提高了马赛菌属的温度敏感性, 使其相对丰度随温度升高降幅增大.与马赛菌属不同, CK处理土壤中嗜盐囊菌属的相对丰度随温度的升高显著增大, 生物质炭的输入降低了其温度敏感性, 使温度梯度间相对丰度差异不显著.
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