湖泊富营养化是我国当前面临的主要水环境问题之一^[1].氮磷作为藻类生长繁殖的重要物质基础^[1], 其浓度、形态与藻类的生物量、丰度及群落结构密切相关^[2~5].传统观点认为淡水湖泊藻类生长主要受磷限制影响, 因此外源控制主要集中在控磷方面.但越来越多的证据显示, 浅水湖泊(淡水)中藻类生长也会受到氮限制或氮磷的共同限制^{[4, 5]}.沉积物作为浅水湖泊的重要组成, 既是氮磷的储存库, 又是水体氮磷的二次污染源.外源氮进入浅水湖泊后, 通过反硝化作用等脱氮过程可以使氮从湖泊水体中永久脱除^[6], 驱使水体向氮限制转变.然而, 于磷而言, 部分外源磷经吸附、络合、絮凝和沉降等过程截留于沉积物^{[7, 8]}, 但这部分内源负荷可能在适宜的溶解氧、pH、氧化还原状况和风浪扰动等环境驱动下通过解吸、溶解或生物分解等过程再次进入水体^[7~11].因而, 沉积物缓冲水体氮磷浓度变化, 一定程度延缓了湖泊对外源负荷的响应.

太湖作为中国第三大淡水湖泊, 承担着水源、航运、渔业和防洪等诸多功能, 对流域社会经济可持续发展意义重大^[12].自1998年, 太湖部分湖区夏秋季周期性出现蓝藻水华, 严重威胁周边居民饮用水安全和湖泊生态系统的可持续发展^[13].太湖水体氮磷浓度变化受河道输入的影响很大^{[12, 14]}, Wang等^[15]调查发现, 太湖氮的年负荷约为2.96万t, 其中约61.1%来自河道, 约15.4%来自沉积物；磷的年负荷约为0.28万t, 其中河道贡献了42.8%, 沉积物贡献了39.3%.自2007年“贡湖水危机”后, 太湖流域陆续开展产业结构调整和流域污染综合整治, 2010~2017年太湖水体总氮和氨氮浓度下降了52.2%和35.5%, 但总磷浓度却增加16.9%^[16].在历经十多年高强度治理, 外源污染和沉积物内源负荷仍是太湖蓝藻水华问题依旧严峻的重要原因^{[14, 16]}.

以往多通过野外调查和模拟实验探究氮磷对藻类生长及其群落结构演替的影响^[2~5], 但对外源氮磷进入湖泊后的具体归趋尚不清楚, 沉积物作为湖泊生态系统重要组成部分, 量化其对氮磷迁移转化作用的研究仍相对较少.因此, 本文以太湖梅梁湾为研究对象, 构建沉积物-水系统, 并以无沉积物的系统为参照, 探究沉积物参与下外源氮磷脉冲式输入对水体氮磷浓度变化和藻类生长的影响, 并定量估算氮磷在水、沉积物和藻类间的迁移和再分配过程, 以期为治理太湖富营养化和蓝藻水华问题提供理论依据.

太湖(30°55′40″~31°32′58″N, 119°52′32″~120°36′10″E)位于中国长江中下游南缘, 平均水深1.89 m, 水域面积2338 km², 70%水域含软性沉积物^[17].据调查, 太湖大部分湖区的沉积物1a内至少发生一次源-汇转化^[18].调查发现, 河道的外源负荷对太湖水体TN和TP浓度的贡献分别为5.31 mg·L^-1和0.259 mg·L^-1, 而沉积物内源负荷对太湖水体TN和TP浓度的贡献约为0.134 mg·L^-1和0.013 mg·L^-1[19].梅梁湾作为太湖北部富营养较严重的湖区之一, 水域面积约124 km², 其中约41 km²水域含软性沉积物^[17].途经无锡和常州的梁溪河和直湖港与梅梁湾联通, 河道入湖所携带的外源负荷对梅梁湾水质影响很大^[20].

本实验于2019年夏季在太湖湖泊生态系统研究站(TLLER)野外实验区的回型水池中开展.利用50 L培养桶(Φ=31 cm, H=40 cm)构建沉积物-水-藻系统, 设置4种氮磷输入处理模拟太湖外源污染控制情景：加氮处理模拟在外源治理过程中仅控磷的情景, 加磷处理模拟仅控氮的情景, 不加氮磷处理模拟氮磷同时控制的情景, 加氮磷处理模拟外源污染不控制的情景, 同步设没有沉积物的水-藻类系统作为参照, 实验共8组处理(如表 1), 每组3个平行.为模拟外源营养盐脉冲式输入对太湖水质的影响^[19], 营养盐按照少量多次的方式逐日向水体添加, 共添加20次.每次添加提前配置好的氮、磷母液5 mL, 氮的添加形态为KNO₃, 每日添加的氮进入培养桶的终浓度为0.30 mg·L^-1, 磷的添加形态为KH₂PO₄, 每日添加的磷进入培养桶的终浓度为0.015 mg·L^-1, 20次脉冲式输入分别对水体TN和TP的浓度累计增加6.00 mg·L^-1和0.300 mg·L^-1.

表 1 (Table 1)

表 1 实验设计方案1) Table 1 Bioassay experiment design 组别 处理 氮 磷 W组 无沉积物, 无外源氮磷 - - N组 无沉积物, 仅脉冲输入氮 + - P组 无沉积物, 仅脉冲输入磷 - + NP组 无沉积物, 同时脉冲输入氮磷 + + S组 有沉积物, 无外源氮磷 - - S+N组 有沉积物, 仅脉冲输入氮 + - S+P组 有沉积物, 仅脉冲输入磷 - + S+NP组 有沉积物, 同时脉冲输入氮磷 + + 1)“+”表示逐日脉冲式添加营养盐, “- ”表示不添加营养盐

表 1 实验设计方案1) Table 1 Bioassay experiment design

实验正式开始前用彼得逊采泥器采集梅梁湾湾内开敞水域表层沉积物, 运回TLLER后, 去除沉积物中植物残体和大颗粒物, 混匀.利用采集的沉积物和经25号浮游植物网过滤的湖水构建沉积物-水系统(沉积物厚约10 cm, 湖水体积20 L), 在水池中静置20 d, 待沉积物分层稳定后开始实验.实验开始时, 另取500 L左右梅梁湾湖水混匀, 用于更换沉积物组的上覆水和构建水-藻类系统作为对照(湖水体积均为20 L).将构建的24个培养系统均悬挂在水池中, 使系统水温较恒定且与太湖相近.实验期间用遮阳网遮盖培养体系以避免阳光直射沉积物表面.

实验过程监测：每日18:30用YSI 6600探头测定水体温度、溶解氧和pH等水质参数.每3 d采集水样(水样采集后再脉冲输入氮磷)测定水化指标；实验前后采集沉积物样品测定TN和TP；同时实验前后投放DGT装置原位高分辨分析沉积物-水界面有效态磷、铁分布.DGT装置于0.03 mol·L^-1 NaCl溶液中氮吹16 h, 再投放至相应沉积物中, 并在平衡48 h后回收DGT装置.标记沉积物-水界面后, 并用去离子水冲洗装置, 装于自封袋中, 带回实验室尽快提取测定^{[20, 21]}.

采集的水样测定总氮(TN)、总磷(TP)、溶解性总氮(DTN)、溶解性(DTP)、硝态氮(NO₃^-)、磷酸盐(SRP)和叶绿素a(Chl-a)等水化指标.水样经碱性过硫酸钾消解后分别用紫外分光光度法测定TN(210 nm)和钼锑抗分光光度法测定TP(700 nm)^[22].水样经Whatman GF/F膜过滤后按相同方法测定DTN和DTP, 部分滤后水用Skalar流动分析仪(荷兰)测定NO₃^-和SRP.Chl-a采用热乙醇法测定^[23].沉积物TN和TP测定：精确称取20~30 mg沉积物干样, 用去离子水定容至25 mL后, 按照水体TN和TP的方法测定^[22].

DGT-P和DGT-Fe的测定参照Xu等^[20]的研究方法, 用陶瓷切刀取出固定膜, 按1 cm间隔切片, 每份切片先以2.0 mL 1.0 mol·L^-1 HNO₃提取铁, 再以2.0 mL 1.0 mol·L^-1 NaOH提取磷, 提取液中的铁和磷分别采用邻菲罗啉微量比色法和钼蓝微量比色法测定^[20].

培养期间水体不同形态氮浓度的动态变化如图 1所示.无外源氮输入时, W组、P组、S组和S+P组培养过程中水体TN、DTN和NO₃^-浓度均无明显变化(P < 0.05), 培养期间平均浓度依次为(1.08±0.10)、(0.86±0.10)和(0.039±0.006)mg·L^-1.脉冲式输入氮时, 培养期间N组水体TN、DTN、PN和NO₃^-日均增量分别约占外源输入的87%、78%、9%和73%；NP组水体TN、DTN、PN和NO₃^-日均增量依次占外源的93%、64%、29%和50%.培养过程中N组和NP组水体TN浓度无显著差异(P>0.05), 而N组的DTN和NO₃^-浓度明显高于NP组, PN浓度则低于NP组, 说明氮磷协同效应有利于藻类利用水体溶解态氮.而沉积物参与下, S+N组TN、DTN、PN和NO₃^-日均增量分别约为外源的52%、38%、13%和28%, S+NP组TN、DTN、PN和NO₃^-日均增量分别约为外源的48%、41%、7%和23%, 沉积物参与下水体氮浓度明显低于相应的对照组.氮以0.30 mg·(L·d)^-1速率脉冲输入时, 沉积物参与下水体氮以0.144~0.156 mg·(L·d)^-1的速率去除了48% ~52%外源氮；相应对照组水体约以0.021~0.039 mg·(L·d)^-1的速率去除了7% ~13%外源氮；按照沉积物-水界面面积估算, 沉积物参与时水体脱氮速率约为40.793~44.193 mg·(m²·d)^-1.

图 1

Fig. 1

图 1 培养期间水体TN、DTN、PN和NO3-浓度动态变化特征 Fig. 1 Trends of the concentrations of TN, DTN, PN, and NO3- in overlying water during cultivation

通过追踪水体磷浓度的动态变化可以推测磷在沉积物、水和藻类间的迁移转化过程.培养期间水体TP、DTP、PP和SRP浓度变化如图 2.S组和S+N组水体TP浓度在培养期间整体呈波动上升, 由于水生态系统与气相磷交换微量^[6], 水体TP的增加主要来自于沉积物, 据此估算S组和S+N组内源磷分别以0.310 mg·(m²·d)^-1和0.468 mg·(m²·d)^-1的速率释放供给藻类生长.脉冲式输入磷源, P组和NP组水体TP浓度在培养期间无显著差异(P>0.05), 其中P组水体DTP、SRP增量约占外源磷的75%和72%, 而NP组水体DTP、SRP增量约占外源磷的27%和11%.而沉积物参与下, S+P组水体TP、PP和SRP浓度的日增量依次约占外源磷的43%、23%和10%；S+NP组水体TP、PP和SRP浓度的日增量占外源磷的比例依次为48%、26%和5%.因而脉冲输入等量的磷, 沉积物参与下水体TP浓度明显低于相应的对照体系, 沉积物“磷汇”效应明显, 约以2.210~2.422 mg·(m²·d)^-1的速率吸附了52% ~58%外源磷, 对水体磷浓度变化起到缓冲作用.根据水体磷浓度变化推算, 约23% ~26%外源磷被藻类吸收后以颗粒态存在, 约20% ~22%外源磷以溶解态存在.

图 2

Fig. 2

图 2 培养期间水体TP、DTP、PP和SRP动态变化特征 Fig. 2 Trends of the concentrations of TP, DTP, PP, and SRP in overlying water during cultivation

氮磷是藻类生长的物质基础, 而藻类的生长状况对水体氮磷浓度变化起着反馈作用.由于Chl-a在藻类中的比重相对稳定, 常用Chl-a来表征藻类的生长状况及其对环境的适应性.培养期间水体Chl-a浓度变化如图 3所示, W组和S组培养前期(1~10 d)平均生长速率分别为-0.644 μg·d^-1和1.157 μg·d^-1(表 2).其中W组Chl-a浓度呈波动下降, 由初始的35.5 μg·L^-1降至第19 d的22.4 μg·L^-1；S组Chl-a浓度呈波动升高, 由初始的22.3 μg·L^-1缓慢增至第19 d的42.7 μg·L^-1.仅脉冲输入氮时, N组和S+N组培养前期平均生长速率为4.304 μg·d^-1和1.000 μg·d^-1.其中N组Chl-a浓度呈上升趋势, 在第7 d达到峰值93.9 μg·L^-1, 随后下降, 并在第19 d降至46.5 μg·L^-1；而S+N组Chl-a浓度在31.7~44.1 μg·L^-1范围内波动变化.仅脉冲输入磷时, P组和S+P组培养前期平均生长速率为3.039 μg·d^-1和-0.567 μg·d^-1.P组Chl-a浓度在前期缓慢增加, 在第10 d达到峰值57.8 μg·L^-1, 随后呈下降趋势；而S+P组Chl-a浓度在培养第4 d增至39.5 μg·L^-1, 随后下降.同时脉冲输入氮磷, NP组和S+NP组培养前期Chl-a浓度平均增长率分别为23.103 μg·d^-1和1.646 μg·d^-1.NP组藻类生长状况最优, Chl-a浓度由初始的38.4 μg·L^-1迅速增至第13 d的361.9 μg·L^-1, 随后呈下降趋势, 在第19 d降至170.5 μg·L^-1.S+NP组Chl-a浓度缓慢增加, 由初始的31.4 μg·L^-1增至第7 d的59.4 μg·L^-1, 随即缓慢下降, 在第19 d降至19.9 μg·L^-1.

图 3

Fig. 3

图 3 培养期间不同处理组水体Chl-a浓度动态变化特征 Fig. 3 Trends of the concentrations of Chl-a in overlying water during cultivation

表 2 (Table 2)

表 2 培养期间不同处理组藻类的平均生长速率/μg·d-1 Table 2 Growth rate of phytoplankton in different treatments during culture periods/μg·d-1 处理组 W组 S组 N组 S+N组 P组 S+P组 NP组 S+NP组 培养期 -0.726 1.132 0.819 0.322 0.736 -0.988 7.340 -0.638 培养前期(1~10 d) -0.644 1.157 4.304 1.000 3.039 -0.567 23.103 1.646 培养后期(10~19 d) -0.808 1.107 -2.667 -0.356 -1.567 -1.408 -8.422 -2.922

表 2 培养期间不同处理组藻类的平均生长速率/μg·d-1 Table 2 Growth rate of phytoplankton in different treatments during culture periods/μg·d-1

如图 4, S、S+N、S+P和S+NP组沉积物-水界面上0~3 cm范围内DGT-P浓度分布较均匀, 平均浓度依次为(0.004±0.001)、(0.003±0.001)、(0.034±0.001)和(0.024±0.001)mg·L^-1；界面下0~1 cm处间隙水DGT-P浓度依次为0.104、0.040、0.189和0.084 mg·L^-1, 随着深度的增加, DGT-P浓度显著增加, 在界面下3~4 cm附近达到较大值, 介于0.601~0.634 mg·L^-1, 且在随后4~8 cm内DGT-P浓度变化幅度较小.如图 4, 不同体系界面下0~4 cm内间隙水DGT-P浓度存在明显差异(P < 0.05), 说明界面下0~4 cm区域是沉积物间隙水与上覆水交换的主要区域.S、S+N、S+P和S+NP组DGT-Fe浓度在界面上0~3 cm分布较均匀, 平均浓度为(0.047±0.004)mg·L^-1.沉积物间隙水中DGT-Fe浓度与DGT-P同步变化, 在4~5 cm深度附近达到较大值, 介于3.019~3.891 mg·L^-1, 且在随后5~8 cm浓度变化较小.从图 5可见, 沉积物间隙水剖面DGT-P和DGT-Fe呈显著线性正相关(R²=0.9454), 即DGT-P和DGT-Fe浓度变化耦合正相关.

图 4

Fig. 4

“初始”指DGT测定的实验开始前48 h的有效态浓度；“结束”指DGT测定的实验最后48 h的有效态浓度 图 4 不同处理组沉积物间隙水DGT-P和DGT-Fe质量浓度垂向分布 Fig. 4 Conditions of DGT-P and DGT-Fe in pore waters under different treatments

图 5

Fig. 5

图 5 不同处理组沉积物间隙水DGT-P和DGT-Fe浓度的线性相关性 Fig. 5 Linear correlations between DGT-P and DGT-Fe concentrations in pore waters under different treatments

夏季梅梁湾的蓝藻优势形成与蓝藻自身生理特征及营养盐、温度、光照、水文和气象等因素密切相关^{[3, 24]}.通过控制氮磷负荷治理富营养化湖泊和蓝藻水华是目前主要管理策略, 但究竟是控氮、控磷, 还是氮磷协同双控, 尚存在很大争议.营养盐加富实验考虑了氮磷的循环和藻类的“奢侈吸收”, 被广泛用于判断湖泊的限制性营养盐^{[5, 25, 26]}.向对照体系脉冲输入氮磷, 藻类同化吸收部分外源氮磷, 培养前期藻类的平均生长速率依次为：W组 < P组 < N组 < NP组, 可见梅梁湾夏季藻类生长同时受到氮磷的限制, 且氮限制作用相对更明显.因此在外源管理时, 应考虑氮磷的协同效应, 实施氮磷双控.

S组Chl-a最大浓度和培养前期平均生长速率均大于W组(表 2), 说明无外源时, 沉积物作为“营养源”供给藻类生长.脉冲添加氮磷, 沉积物参与时体系Chl-a最大浓度与培养前期平均生长速率均小于相应的对照体系, 沉积物通过缓冲水体对外源氮磷的响应, 进而限制了藻类的生长.藻类在培养到一定阶段后, 均出现了不同程度的降解(表 2), 这可能由于藻细胞内部竞争加剧藻体衰解, 或使藻体氮磷重新释放到水体, 或使氮磷随衰亡藻颗粒一起沉降.

沉积物可以缓冲水体氮磷浓度变化, 藻类的生长、堆积和衰亡等过程又会加速氮磷的迁移转化, 多种物理、化学和生物等过程共同塑造湖体氮磷时空分配格局.脉冲式输入氮源, 对照体系中约64% ~78%外源氮以溶解态存在于水体, 约9% ~29%被藻类吸收利用, 约7% ~13%外源氮以0.021~0.039 mg·(L·d)^-1的速率从水体脱除.沉积物参与下, 水体氮约以0.144~0.156 mg·(L·d)^-1的速率脱除, 约占外源氮的48% ~52%, 其余约38% ~41%外源氮仍以溶解态存在于水体, 约7% ~13%被藻类吸收利用.可见相同的外源氮, 沉积物参与时水体氮流失速率约为相应对照体系的5倍左右, 根据沉积物-水界面面积推算沉积物参与下水体脱氮速率为40.793~44.193 mg·(m²·d)^-1.反硝化过程作为湖泊氮输出的主要途径^[27~28], 将湖泊中的NO₃^-转化为N₂ O和N₂.调查发现2009~2010年太湖反硝化过程脱氮2.88万t, 占氮输出量的89%, 是湖泊氮输出的主要途径^[28].调查发现, 表层沉积物反硝化速率约为22.5~366.2 nmol·(L·h)^-1, 水体反硝化速率约为6~13.3 nmol·(L·h)^-1, 沉积物的反硝化速率远高于水体^[29~31].通常反硝化作用主要发生在湖泊滞水层或沉积物等低氧区域(氧浓度低于0.2 mg·L^-1)^[32], 因而, 沉积物-水界面作为浅水湖泊反硝化作用等脱氮过程的活跃区, 对湖泊氮去除意义重大.徐徽等^[33]利用稳定同位素配对技术估算太湖梅梁湾沉积物-水界面冬季反硝化脱氮速率为16.34~46.36 μmol·(m²·h)^-1, 略低于本实验估算的脱氮速率, 可能是本实验中的水温、NO₃^-浓度和藻类等环境有利于反硝化等脱氮过程的进行^[34].

沉积物-水界面磷、铁原位高分辨分析表明, 虽然梅梁湾内源磷具有释放潜力, 但实际释放效应受界面环境条件的影响^[6~8], 尤其是界面的氧化还原状况.S组和W组水体氮磷浓度差异不显著(P>0.05), 但S组藻类生长状况优于W组, 说明无外源时, 沉积物充当“营养源”供给藻类生长, 即藻类生长与沉积物释磷存在正反馈关系.逐日脉冲式输入磷源, 约52% ~58%外源磷被沉积物吸附, 约23% ~26%被藻类吸收利用, 约20% ~22%以溶解态存在于水体中.可见, 无外源磷时, 沉积物充当“磷源”, 以0.310~0.468 mg·(m²·d)^-1的速率释放供给藻类生长；沉积物参与下, 受沉积物表层无机胶体和黏性颗粒的物化吸附作用影响^[18], 沉积物充当“磷汇”, 以2.210~2.422 mg·(m²·d)^-1的速率吸附约52% ~58%外源磷, 缓冲了水体氮磷浓度变化.本实验使用的表层沉积物取自梅梁湾湾开敞度较大的水域, TP含量相对较低, 为(447.5±6.2)mg·kg^-1, 远低于白洋淀608.4 mg·kg^-1[35]、滇池1 305.1 mg·kg^-1[36], 一定程度说明梅梁湾开敞水域沉积物内源磷污染并不突出.藻类的光合作用和呼吸作用会影响水体pH和溶解氧^[16], 而这些因子又会影响内源磷的释放^[7~9].培养期间含沉积物的体系pH为8.38±0.25, 偏碱的环境中OH^-易与PO₄^3-竞争Fe³⁺, 从而促进铁结合态磷的释放^[18].但实验体系溶解氧和氧化还原电位分别为(4.62±1.10)mg·L^-1和(-105.1±14.4)mV, 偏氧化的环境易在沉积物表层形成氧化层而阻碍内源磷与水体交换^[18].

沉积物的参与一定程度会延缓水体对外源负荷输入的响应, 对优化湖泊生态系统具有积极意义.翟淑华等^[37]根据2010年太湖出入湖负荷估算太湖TN和TP的自净率分别为42%和48%.于氮而言, 反硝化等脱氮过程作为湖泊氮去除的主要过程^[9], 可以氮负荷从湖体永久脱除；于磷而言, 绝大部分外源磷经吸附和沉降等过程被沉积物截留^[6~8], 在环境和生物等因素的驱动下, 沉积物内源磷可能作为二次污染源再次进入水体, 这可能是近年来太湖水体磷浓度升高的驱动机制之一^[16].

(1) 外源氮脉冲式输入期间, 沉积物参与时氮以40.793~44.193 mg·(m²·d)^-1速率从水体脱除, 占外源氮的48% ~52%左右, 导致水体氮的浓度远低于无沉积物的对照体系.因此, 浅水湖泊沉积物-水界面作为湖泊反硝化作用等脱氮过程的主要场所, 对水体脱氮具有重要贡献.

(2) 外源磷脉冲式输入期间, 沉积物的“内汇”效应明显, 约52% ~58%的外源磷以2.210~2.422 mg·(m²·d)^-1的速率汇入沉积物, 仅23% ~26%外源磷被藻类同化吸收以颗粒态存在, 其余约20% ~22%则以溶解态在水体中赋存, 沉积物的参与有效缓冲了水体磷浓度对持续外源输入的响应.

(3) 在外源得到有效控制时, 沉积物内源磷仍会缓慢释放进入水体并供给藻类生长, 延滞水体对外源控制的响应.因此, 在湖泊富营养化和蓝藻水华治理实践中, 实施氮磷协同控制可以起到更快, 更好的治理效果.