2. 浙江农林大学浙江省森林生态系统碳循环与固碳减排重点实验室, 杭州 311300
2. Zhejiang Provincial Key Laboratory of Carbon Cycling in Forest Ecosystems and Carbon Sequestration, Zhejiang A&F University, Hangzhou 311300, China
自20世纪以来, 随着氮氧化物、硫化物等排放急剧增加, 酸雨污染已成为当今世界重要的环境问题之一, 且影响面积呈现不断扩大的趋势[1, 2].我国作为酸雨污染最为严重的国家之一, 亚热带地区尤为严重.酸雨沉降到地表, 导致土壤酸化, 危害植物的生长发育, 对森林生态系统造成持续性的伤害[3].作为分解者的森林土壤微生物, 积极参与生态系统的物质循环和能量流动, 对生态系统的稳定性和功能多样性的维持具有十分重要意义[4].当生态系统被自然因素或人为因素扰动时, 其土壤微生物多样性[5]、生物量[6]、群落组成结构与功能等均随之发生改变[7, 8].土壤真菌的群落结构与组成对外界环境变化极为敏感, 酸雨发生时, 将会进行快速而灵敏的应答反应, 淘汰不适生土壤真菌, 为新的土壤真菌提供进化起点[9].土壤真菌还能够与植物紧密地相互作用, 成为病原体和共生体, 为植物的生长提供所需的营养元素, 影响植物的生长、发育和进化[10].尽管酸雨对生态环境的影响已被人们广泛关注, 但酸雨是如何影响森林生态系统中土壤微生物群落多样性仍然不明确, 特别是关于特殊森林生态系统在酸雨胁迫下土壤真菌多样性和群落结构组成的研究鲜有报道.
毛竹(Phyllostachys edulis)入侵常绿阔叶林形成的竹阔混交林是我国亚热带地区近年来出现的一种特殊森林类型.亚热带地区的地带性植被常绿阔叶林在遭受持续干扰的情况下, 很容易逆行演替毛竹林[11].毛竹是我国亚热带地区普遍存在的竹种[12].毛竹利用其强大的地下竹鞭不断地向邻近异质生境延伸, 以实现种群向周围常绿阔叶林地扩张的需求, 并通过改变入侵地土壤养分、水分、土壤酶活性以及土壤微生物群落结构来增加自身的生长优势, 降低了生态系统多样性[13].酸雨胁迫下竹阔混交林土壤真菌群落将会做出怎样的响应变化目前尚不清楚.本研究在浙江省天目山自然保护区毛竹扩张形成的竹阔混交林, 设置2种酸雨胁迫模式(pH=2.5、pH=4.0)及喷洒天然湖水作为对照CK(pH=5.5), 通过比较3种处理对毛竹入侵阔叶树过渡带土壤真菌群落结构的差异, 以及与土壤理化性质的关系, 了解我国亚热带地区竹阔混交林受酸雨胁迫引起的土壤真菌多样性的变化及其作用关系.这对探讨我国酸雨背景下森林生态系统微生物群落及功能的研究具有重要的现实意义及生态意义, 以期为进一步评价毛竹入侵对生态功能的影响提供理论依据, 并为我国亚热带地区森林生态系统科学经营提供参考.
1 材料与方法 1.1 研究地区概况本实验地位于浙江省杭州临安天目山国家级自然保护区(30°18′30″~30°21′37″N, 119°24′11″~119°27′11″ E), 总面积为4 300 hm2, 属于中型野生植物类型自然保护区.海拔一般在300~1 500 m之间, 中亚热带向北亚热带过渡型气候, 最冷月气温2.6~3.4℃, 极端最低气温-20.2℃, 最热月气温19.2~28.1℃, 极端最高气温29.1~38.2℃.多年平均降雨量为1 400 mm, 多年平均无霜期209~235 d.保护区内林冠层的主要树种有青冈(Cyclobalanopsis glance)、木荷(Schima superba)和毛竹(phyllostachys edulis)等;灌木层有毛花连蕊茶(Camellia fraternal)、山矾(Symplocos caudate)和山胡椒(Linder glauce)等;草本层有菊科(Compositae)、禾本科(Gramineae)和鳞毛蕨科(Dryopteridaceae)等植物[14].
1.2 样地的设计与土壤样品的采集本实验于2017年3月在浙江省杭州临安天目山国家级自然保护区选取典型的竹阔界面, 海拔350~400 m, 坡度20°~25°.在毛竹林和阔叶林之间的毛竹阔叶林过渡带沿水平扩张区域布设3块实验样地, 每个样地宽5 m, 长25 m.采用随机区组设计, 在每块样地内各设置3个5 m×5 m的样方.在同一样地中的3个样方分别对应3种处理, 样方间距离5 m, 并用0.5 cm厚、30 cm高的PVC板隔开, 防止各个小区之间进行水和营养物质的交换, 共计9个模拟酸雨实验样方.在样方离地高度2 m处设置透明聚氯乙烯遮雨棚, 减少自然降雨对样地的影响.根据临安市近期酸雨特征按照H2SO4 :HNO3=8 :1的摩尔比配置模拟酸雨母液[15], 再用母液与去离子水配成相应pH值的模拟酸雨.设置对照CK、T1(pH=4.0)和T2(pH=2.5)这3个处理, 其中对照为当地的天然湖水, pH为5.5.根据临安市历年年均酸沉降量, 计算出每个样方每次喷淋酸雨10 L[16], 按照实验设计将配置好的模拟酸雨, 每10 d一次均匀喷洒在相应的样地上, 同时于对照样地喷等量天然湖水.
于2018年6月, 土壤微生物活跃且生物量较大时进行土样采集.根据不同处理分别使用无菌土钻按照5点采样法取土壤表层(约0~10 cm)的土壤样品0.2 kg, 分成两份, 1份装入无菌自封袋中并置于保鲜恒温(4℃)箱中, 用于测定土壤理化性质, 9个样方共计45份土壤样品.将同一样方的其余5份土样混合均匀, 除杂过2 mm筛网后装入无菌自封样品袋中, 置于-80℃的干冰保温箱中储存备用, 以提取土壤真菌DNA, 共9个样品.
1.3 土壤理化性质的测定采用电位法(土水比为1 :2.5)测定土壤pH值;使用碳氮自动分析仪(Vario MAX CN, Elementar, 德国)测定土壤全氮(TN);使用总有机碳分析仪(TOC-VCPH, SHIMADZ, 日本)测定土壤总有机碳(TOC);水溶性有机碳(DOC)含量的测定是用高纯度去离子水对土壤样品浸提, 取上清液过0.45 μm滤膜后使用TOC-VCPH进行测定;采用碱性水解扩散法测定碱解氮(AN);采用氯仿熏蒸-K2SO4浸提法测定微生物生物量氮(MBN)、碳(MBC)[17].
1.4 土壤真菌DNA提取与测序土壤真菌基因组DNA的抽提是使用E.Z.N.A.Ⓡ Soil DNA提取试剂盒(Omega Bio-tek, Norcross, GA, 美国)按照说明书操作, 然后使用1%琼脂糖凝胶电泳检测抽提的基因组DNA后, 进行PCR扩增, 将带有条形码的特异引物嵌入土壤真菌ITS的特定区域.PCR扩增引物及序列为ITS1F(5′-barcode-CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3′)204和3R(5′-GCTGCGTTCTTCATCGATGC-3′)[18].PCR反应体系20 μL:5×FastPfu Buffer 4 μL, 2.5 mmol ·L-1 dNTPs 2 μL, Forward Primer(5 μmol ·L-1)0.8 μL, Reverse Primer(5 μmol ·L-1)0.8 μL, FastPfu Polymerase 0.4 μL. PCR反应参数:98℃预变性持续1 min, 98℃的变性持续10 s, 进行30 s 50℃的退火, 在72℃条件下延伸60 s(30个循环), 72℃终末延伸5 min.保存在4℃环境, 使用2%琼脂糖凝胶电泳检测PCR产物, 用试剂盒(Thermo Scientific)进行纯化, 并构建ITS文库, 于上海美吉生物医药科技有限公司Illumina MiSeq平台完成高通量测序.
1.5 生物信息统计与分析使用QIIME(V1.9.1, http://qiime.org)[19]进行序列拆分和质量控制.利用FLASH(V1.2.11, http://ccb.jhu.edu)软件, 对质控序列进行双端拼接.利用RDP Classifier(V2.11, http://sourceforge.net)对有效序列信息进行分类注释.使用USEARCH软件(V7.0, http://diver5.com), 在97%相似度水平下对序列进行OTU(operational taxonomic unit)主成分分析.
用MOTHUR软件(V1.30.2, http://mothur.org)计算α多样性(Shannon、Simpson、Chao1和ACE指数).利用R语言Venn Diagram包绘制Venn图, 用于统计3种处理样本中所共有和独有的OTU数目.使用R语言vegan包, 基于Bray-Curtis距离的主坐标分析(principal coordinates analysis, PCoA)检验不同处理对土壤真菌群落的影响.使用Canoco 4.5软件对土壤环境因子和真菌群落进行冗余分析(redundancy analysis, RDA).使用SPSS 22.0进行单因素方差分析(one-way analysis)和多重比较分析(LSD), 显著性水平设为P < 0.05.用Pearson相关分析检验土壤真菌群落α多样性与理化性质之间的相关性.真菌相对丰度和土壤理化性质间的相关性采用Spearman法进行, 使用LEfSe(LDA Effect Size)分析寻找组间差异物种.
2 结果与分析 2.1 土壤理化性质如表 1所示, 模拟酸雨显著降低了土壤pH值(P < 0.05), T1处理(pH 4.0)的土壤平均pH值比CK处理(pH 5.5)低13.77%, T2处理(pH 2.5)的土壤平均pH值比CK处理低31.36%;全氮、土壤有机碳和碱解氮含量均随着酸雨强度的增加而显著升高(P < 0.05), 其中T2和T1处理全氮分别比CK处理增加68%和38%, 土壤有机碳分别增加73%和40%, 碱解氮分别增加40%和21%.T1处理土壤的碳氮比、可溶性有机碳、微生物量碳和微生物量氮的含量分别是CK处理土壤的0.57倍、0.81倍、0.96倍和0.84倍, T2处理土壤的碳氮比、可溶性有机碳、微生物量碳和微生物量氮的含量分别是CK处理土壤的0.42倍、0.50倍、0.90倍和0.68倍.由此可见, 酸雨胁迫对毛竹阔叶混交林土壤理化性质和微生物量具有显著的影响(P < 0.05).
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表 1 不同处理对土壤理化性质和微生物量的影响1) Table 1 Effect of different treatments on soil physicochemical properties and microbial biomass |
2.2 高通量测序数据分析
经过质量控制后, 总共得到601 287条高质量序列(与原始序列相同)(表 2), 总碱基数为141 139 271, 碱基的平均长度为235.61 bp, 其中长度位于160~340 bp的碱基数占总序列数的99.95%.利用样品序列数与其所代表的OTU数目构建稀释性曲线如图 1所示, 全部土壤样品的稀释性曲线均趋于平坦, 测序数据合理, T1处理土壤样品所检测出的OTU数目显著高于CK处理.
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表 2 测序数据统计 Table 2 Sequencing data statistics |
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不同颜色的曲线代表不同样方;相似水平为97% 图 1 不同处理条件下土壤真菌OTU的稀释曲线 Fig. 1 Rarefaction curves showing the OTU detection under different treatment conditions |
在97%的相似水平上进行统计如图 2所示, 共获得2 052个真菌OTU, 这些OTU归属于13个门, 38个纲, 90个目, 193个科和339个属.其中3个样地共有的OTU为64个, 约占3.12%.T2处理样地土壤独有的真菌OTU分布数目最少, 约占全部的20.18%;T1处理样地土壤独有的真菌OTU分布数目最多, 约占全部32.89%;CK处理样地土壤独有的真菌OTU分布数目为466个, 约占全部的22.71%.T2与T1样地土壤共有的真菌OTU分布数目仅为425;T2与CK样地土壤共有的真菌OTU分布数目为86;T1与CK样地土壤共有的真菌OTU分布数目为114.由此可以看出T2与CK样地之间土壤真菌的OTU分布差异最显著.
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图 2 不同处理条件下土壤样品中独有和共有真菌OTU数量的文氏图 Fig. 2 Venn diagram showing the number of shared and exclusive fungal OTU under different treatment conditions |
3种处理土壤真菌群落α多样性分析结果(表 3), 竹阔混交林土壤真菌的丰富度在不同处理间存在一定差异.Ace指数和Chao1指数分析表明, T1处理土壤真菌丰富度显著高于CK(P < 0.05).利用Bray-Curtis距离算法进行主坐标分析显示(图 3), 第一轴解释了29.94%的贡献率, 第二轴解释了16.23%的贡献率, 前两轴合计总方差贡献率为46.17%.CK处理聚集在第一轴的负半轴, 而T1处理和T2处理聚集在第一轴的正半轴.同时, T1处理聚集在第二轴的负半轴, T2处理聚集在第二轴的正半轴.采用ANOSIM和ADONIS的方法对不同处理的土壤真菌群落进行相似性分析, 得出模拟酸雨使土壤真菌群落结构发生了显著变化.
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表 3 不同处理条件下土壤真菌群落α多样性指数1) Table 3 Soil fungal community α-diversity indexes under different treatment conditions |
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ANOSIM表示相似性分析;ADONIS表示多元方差分析 图 3 不同处理条件下土壤真菌群落结构 Fig. 3 Soil fungal community structure under different treatment conditions |
由土壤真菌OTU分类学分析可知[图 4(a)], 9个土壤样品分属13个已知的菌门.其中, 子囊菌门(Ascomycota)、担子菌门(Basidiomycota)、被孢霉门(Mortierellomycota)和毛霉门(Mucoromycota)为3种处理共有的优势菌门(相对丰度>1%).模拟酸雨增加了担子菌门(Basidiomycota)、被孢霉门(Mortierellomycota)和毛霉门(Mucoromycota)的相对丰度.
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(a)群落组成;(b)系统发育树, 其中黄色显示物种丰度无显著差异, 有显著变化的类群按照不同处理进行着色, 丰度大小与圆圈的直径大小相称 图 4 不同处理条件下土壤真菌门水平的群落组成和系统发育树(LAD阈值4.0) Fig. 4 Composition of phylum level and cladogram of soil fungi community under different treatment conditions(LAD score=4.0) |
图 4(b)显示了LDA阈值4.0不同处理下土壤真菌群落系统发育树.从中可知, 在LDA的分值4.0显著差异水平上, 毛霉门Bifiguratu属、担子菌门Geminibasidium属、子囊菌门Purpureocillium属和Oidiodendron属相对丰度变化显著, 其中Purpureocillium属相对丰度在CK处理中最高, Oidiodendron属和Geminibasidium属相对丰度在T2处理时最高, Bifiguratu属相对丰度在T1处理时最高.
2.5 环境因子对真菌群落响应相关性分析结果表明(表 4), 土壤pH与Ace指数(r=-0.876)和Chao1指数(r=-0.881)呈极显著负相关(P < 0.01), 土壤全氮与Ace指数(r=0.765)和Chao1指数(r=0.769)呈显著正相关(P < 0.05).以上结果表明随着酸雨强度的增加, 土壤全氮含量升高, 土壤pH随之下降, 而真菌α多样性有不断增加的趋势.
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表 4 土壤真菌群落α多样性与理化性质、微生物量间的相关分析1) Table 4 Correlation coefficients between soil fungal community α-diversity indices and soil physicochemical properties, microbial biomass |
通过对竹阔混交林土壤真菌群落结构与土壤因子的RDA分析(图 5), 结果显示第一轴和第二轴累积解释变异量达到90.71%, 说明这两个轴大部分能反映土壤环境因子对土壤真菌群落结构的影响.置换检验的结果显示, 在不同处理下, 土壤pH(R2=0.65, P=0.038)和土壤TN(R2=0.63, P=0.041)为主导真菌群落变化的主要因子.相关性分析表明(表 5), 土壤pH与Ascomycota(r=0.783)、Glomeromycota(r=0.670)和Chytridiomycota(r=0.749)呈显著正相关(P < 0.05), 与Basidiomycota(r=-0.750)、unclassified_k_Fungi(r=-0.733)、Mortierellomycota(r=-0.670)、Rozellomycota(r=-0.711)和GS19(r=-0.746)呈显著负相关(P < 0.05), 土壤TN与unclassified_k_Fungi(r=0.717)和Mortierellomycota(r=0.683)呈显著正相关(P < 0.05), 与Glomeromycota(r=-0.792)和Chytridiomycota(r=-0.730)呈显著负相关(P < 0.05).
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图 5 土壤真菌群落结构特征对环境因素响应的冗余分析 Fig. 5 RDA of both soil fungal community and environmental factors |
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表 5 土壤真菌门水平与理化性质间的相关性分析 Table 5 Correlation analysis between physicochemical properties and fungal community on phylum level |
3 讨论 3.1 不同酸雨处理土壤真菌多样性及群落结构差异
通过对3个不同处理的土壤真菌群落结构多样性分析可知, 酸雨处理能够显著提高土壤真菌群落的Ace指数和Chao1指数(表 3), 与T1处理相比, T2处理下, 土壤真菌多样性指数出现回落.这与王丹等[20]的研究结果相似.然而, 张萍华等[21]的研究表明, 中药植株土壤真菌的数量随酸雨pH的降低呈先升高后下降的趋势.王晓彤等[22]在稻田土壤中施用酸雨后, 真菌α多样性先增加后降低.本研究中主坐标分析显示对照处理与T1和T2处理的土壤真菌群落结构沿第一轴分开(图 3), 说明喷施酸雨会引起土壤真菌群落β多样性发生明显改变.
高通量测序结果表明, 竹阔混交林土壤真菌的优势菌群为子囊菌门和担子菌门居多, 这和以往森林土壤真菌群落分析结果一致[23].这两个门的真菌群落是土壤中主要的分解者[24], 作为土壤中关键分解群落, 子囊菌门能够分解环境中木质素和角质素等难降解的有机质, 是养分循环和能量流动的主要驱动力[25]. He等[26]的研究发现, 在高肥力的土壤环境中子囊菌门具有较高的适生性, 随着氮肥的施用其相对丰度显著升高, 与本研究结果不尽相同.本研究发现酸雨增加了土壤总氮含量, 却降低了子囊菌门相对丰度[图 4(a)], 可能由于相比土壤氮含量, 土壤pH对子囊菌门的影响更显著.担子菌门相对丰度随着酸雨强度增加而显著升高(P < 0.05), 可能其对酸性环境适应性较好, 在土壤中具有较高的竞争力, 提高了其丰度[27].
采用LEfSe方法, 在属水平上对真菌群落组成进行差异物种分析[图 4(b)], 找出不同处理间差异指示种, 在一定程度上可以反映出不同处理土壤的基本特征.本研究中, 在LDA的分值4.0显著差异水平上, 毛霉门Bifiguratu属、担子菌门Geminibasidium属、子囊菌门Purpureocillium属和Oidiodendron属的相对丰度发生显著变化, 可根据图 4(b)中的圆圈直径大小得出这些菌属的相对丰度相应较高.意味着不同处理下, Bifiguratu属、Geminibasidium属、Purpureocillium属和Oidiodendron属可作为土壤真菌群落结构变化指示种.有研究表明Oidiodendron属是菌根真菌, 可以利用土壤中的无机氮和有机氮, 有效提高氮源的吸收利用[28].在本研究中, Oidiodendron属相对丰度在T2处理时最高, 酸雨处理后其相对丰度增加, 因而可推测模拟酸雨可能会促进土壤氮循环.
3.2 不同酸雨处理土壤真菌多样性与影响因子土壤理化性质是土壤真菌多样性及群落结构变化的关键影响因子.Romanowicz等[29]对美国密歇根州北部阔叶林的真菌群落结构的研究表明, 土壤pH值是影响土壤真菌的最主要的环境因子.Liu等[30]对西南地区土壤真菌多样性研究认为, pH值是影响土壤真菌多样性的最主要因素, 与真菌多样性呈现出极显著的负相关性, 说明了真菌喜欢在偏酸性的环境中生长.乔沙沙等[31]的研究表明, 土壤pH是决定真菌多样性和群落组成的关键因素.本研究发现土壤pH与土壤真菌Ace指数(r=-0.876)和Chao1指数(r=-0.881)呈显著负相关(P < 0.05)(表 4).土壤pH下降刺激嗜酸性真菌的大量生长[32], 从而导致真菌α多样性升高.从RDA和相关性分析(图 5和表 5)可以看出一些菌群Basidiomycota(r=-0.750)、unclassified_k_Fungi(r=-0.733)、Mortierellomycota(r=-0.670)、Rozellomycota(r=-0.711)和GS19(r=-0.746)的分布与pH呈显著负相关(P < 0.05), 这些结果说明真菌喜好酸性环境[33], 进一步表明酸雨改变土壤真菌群落多样性.
作为微生物的生存载体, 土壤养分元素可引起森林土壤中微生物产生快速变化[34], 单一营养成分发生变化即可导致土壤微生物的群落结构随之改变[35].有研究表明, 氮素的添加影响了微生物氮循环的过程, 导致土壤真菌群落组成的变化[36].冗余分析和相关性分析表明土壤全氮对真菌群落结构影响显著(图 5和表 5)与前人的研究[37]基本一致.上述研究表明, 土壤真菌的多样性及群落结构受土壤理化性质的显著影响, 从而可为预测森林生态系统中微生物对环境变化的响应提供依据.酸雨对生态系统的影响是一个漫长而复杂的过程, 诸多不确定影响因素存在其中, 要掌握酸雨对森林生态系统各组分影响的累积效应还需要进一步长时间追踪研究.
4 结论(1) 模拟酸雨处理提高了毛竹阔叶混交林土壤真菌群落的Ace指数和Chao1指数, 改变了土壤真菌群落结构.
(2) 竹阔混交林土壤真菌主要包括13个门类菌群, 其中相对丰度变化显著的4个菌门(担子菌门、子囊菌门、毛霉门和被孢霉门)是3种处理条件下的共优菌门.Bifiguratu属、Geminibasidium属、Purpureocillium属和Oidiodendron属可作为酸雨胁迫下土壤真菌群落结构变化的指示种.
(3) 酸雨胁迫下土壤真菌群落组成受土壤pH和土壤全氮的显著影响.
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