2020, Vol. 41
2. 西安建筑科技大学环境与市政工程学院, 陕西省环境工程重点实验室, 西安 710055
, WANG Tong1,2 , HUANG Ting-lin1,2 , WAN Qi-qi1,2 , CAO Rui-hua1,2 , KOU Li-qing1,2 , YANG Shang-ye1,2
2. Shaanxi Key Laboratory of Environmental Engineering, Xi'an University of Architecture and Technology, Xi'an 710055, China
全国的水库大约有8万多座, 水源水库是饮用水的重要水源, 水源水库由于水流动性差, 营养盐含量高, 每到夏秋季节藻类水华现象频发[1].其中, 硝酸盐含量超标是全国水源水库面临的共性问题[2].因此, 如何减少饮用水水库中氮素污染成为了水环境领域急需解决的问题.其中, 生物脱氮法以其高效率、低成本和无二次污染的特点备受关注[3, 4].但是, 传统的反硝化过程在有氧气存在的条件下会受到抑制, 很难在天然水体中发挥作用[5~7].好氧反硝化生物脱氮技术可以弥补传统反硝化技术的不足, 利用碳源作为电子供体, 氧和硝酸盐作为电子受体, 同时去除水体中的碳和氮, 为天然水体中氮素的去除提供了新思路[8].对于水源水库, 缺氧条件会促进沉积物中污染物(铁、锰、氮和磷)的释放, 导致水质反复恶化[9].因此, 探究好氧反硝化生物脱氮技术在水源水库中的应用是解决水库水体氮素污染的关键技术.
近年来, 越来越多的贫营养好氧反硝化细菌被筛分[10], 有Janthino bacterium sp. M-11[11]、Acinetobacter harbinensis HITLi7T[12]、Acinetobacter johnsonii WGX-9[13]和Pseudomonas stutzeri ZF31[14]等多个种属的高效好氧反硝化细菌.目前关于贫好氧反硝化细菌的研究大都集中于菌株的分离鉴定、脱氮特性、最佳条件与脱氮机制的研究.然而, 对于好氧反硝化细菌脱氮机理的研究只停留在氮的转化这一方面.碳源不仅可作为好氧反硝化细菌的生长代谢的营养物质, 还为其反硝化过程提供能量和电子, 但对于实际脱氮途径中碳的转移认识仍不明确, 需进一步探究[15].此外, 对于菌株生长动力学的研究大都集中在单因素底物的影响[16], 仅有Zheng等[12]研究了在多底物(氮源和碳源)同时存在条件下对好氧反硝化细菌生长动力学的影响.因此, 加强贫营养环境好氧反硝化细菌特性和反应机制的研究, 不仅有助于为微污染水体氮污染控制工程提供一定的技术支持, 而且对丰富好氧反硝化脱氮理论具有重要的意义.
本研究以山东省枣庄市周村水库(117°41′E, 34°57′N)表层沉积物中分离出的高效反硝化细菌Acinetobacter junii ZMF5为研究对象, 对该菌株进行16S rRNA分子鉴定和功能基因的扩增, 探究了该菌株脱氮特性和环境适应性, 并通过氮平衡和碳平衡分析该菌株好氧反硝化脱氮过程中的脱氮途径和电子转移途径, 以期为菌株ZMF5在微污染水体中的实际应用提供一定的理论依据.
1 材料与方法 1.1 菌株与培养基好氧反硝化菌株Acinetobacter junii ZMF5从饮用水水库沉积物中分离纯化得到, 用冷冻法(-80℃)保存在实验室, 使用前富集培养.
异养硝化培养基：CH3COONa 0.1 g·L-1, NH4Cl 0.02 g·L-1, K2HPO4·3H2O 0.02 g·L-1, CaCl2 0.01 g·L-1, MgCl2·6H2O 0.01 g·L-1, 微量元素2 mL, pH为7.0~7.5.
好氧反硝化培养基：CH3COONa 0.1 g·L-1, NaNO3 0.02 g·L-1, K2HPO4·3H2O 0.02 g·L-1, CaCl2 0.01 g·L-1, MgCl2·6H2O 0.01 g·L-1, 微量元素2 mL, pH为7.0~7.5.
微量元素：EDTA 100 mg·L-1, ZnSO4 4.4 mg·L-1, MnCl2·4H2O 10.2 mg·L-1, FeSO4·7H2O 10 mg·L-1, (NH4)6Mo7O24·4H2O 2.2 mg·L-1[17].
1.2 鉴定及功能基因的扩增采用细菌基因组提取试剂盒(Omega, USA)提取菌株的DNA进行16S rRNA测序.采用琼脂糖凝胶电泳分离检测PCR产物, 产物测序由上海美吉桑格生物医药科技有限公司完成.所得同源性最高的序列与GenBank中已登录的16S rRNA序列进行核苷酸同源性比较, 然后用MEGA 5. 0软件构建该菌株系统发育树.分别以反硝化功能基因napA(周质硝酸盐还原酶基因)和nosZ(氧化亚氮还原酶基因)为PCR的扩增基因[14, 18].napA和nosZ基因PCR扩增所用引物序列和反应条件如表 1所示.
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表 1 基因扩增引物序列 Table 1 Gene amplification primer sequences |
1.3 菌株异养硝化与好氧反硝化特性分析
将活化的菌株ZMF5的菌液按体积比5%接种至装有150 mL液体培养基的250 mL锥形瓶中进行反硝化脱氮实验.以乙酸钠(29.89 mg·L-1)为唯一碳源, 分别采用氨氮和硝酸盐作为唯一氮源, 氨氮和硝氮初始浓度均为3.31 mg·L-1.将装有培养基和菌液的锥形瓶在30℃、130 r·min-1的恒温振荡培养箱中培养48 h, 分别做3组平行(n=3), 定时测定其总细菌数(total cell counts, TCC)、氨氮(NH4+-N)、硝氮(NO3--N)、亚硝氮(NO2--N)、总氮(total nitrogen, TN)和总有机碳(total organic carbon, TOC)的浓度.
1.4 环境适应性分析进一步研究了菌株在不同条件下的好氧反硝化能力, 包括碳源的类型、C/N、pH和温度.在不同碳源类型的实验中, 分别以人造有机物(乙酸钠和葡萄糖), 天然有机物(腐殖酸和富里酸), 藻类胞内有机物(intracellular organic matter)IOM(铜绿微囊藻和小球藻)为碳源；在C/N比实验中, 加入不同量的乙酸钠和恒定浓度(3.31 mg·L-1)的硝酸盐将C/N调整为1.5、3、5、7、10和13；在pH实验中, 将pH调整为5、7、8、9和11；在温度实验中, 将温度调整为8、15、20、25、30和35℃.在所有单因素实验中, 除了改变上述条件, 菌株培养于130 r·min-1、30℃的恒温振荡培养箱.培养过程中, 定时取样, 测定TCC、NO3--N、TN和溶解性总氮(total dissolved nitrogen, TDN)的浓度.
1.5 动力学分析研究表明, Monod-Contois模式适用于模拟以硝氮-TOC为底物类型时菌株的生长动力学.分别利用Monod方程和Contois方程分析氮源和碳源对菌株ZMF5在不同培养条件下生长动力学的影响[12].
Monod方程：
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(1) |
式中, V和Vmax分别为菌株的比生长速率和最大生长速率；Ks为硝氮的半饱和常数；Sn为限制因素硝氮的浓度.
Contois方程：
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(2) |
式中, V和Vmax分别为菌株的比生长速率和最大生长速率；x为生物量的浓度；Bs为碳源的半饱和系数；St为限制因素TOC的浓度.
根据公式：
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(3) |
适用于菌株ZMF5在硝氮-TOC多底物条件下菌株的生长动力学模型为：
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(4) |
有研究表明, 碳源的特性对氮源的利用机制有显著影响.琥珀酸钠和葡萄糖是两种常见的用于好氧反硝化细菌的碳源, 且为两种不同类型(羧酸盐或碳水化合物)的碳源[15].因此本文选取琥珀酸钠和葡萄糖为碳源来研究菌株ZMF5在好氧反硝化过程中的氮/碳平衡.
为了分析菌株ZMF5在好氧反硝化过程中的氮平衡, 将菌液接种至装有150 mL液体培养基的250 mL锥形瓶中, 在130 r·min-1和30℃的恒温振荡培养箱进行培养.以琥珀酸钠(羧酸盐的典型代表)和葡萄糖(碳水化合物的典型代表)为唯一碳源分别培养48 h.通过初始的总氮减去反应结束后剩余的总氮计算菌株反硝化的总氮去除率.在菌株ZMF5利用硝氮过程中, 部分氮通过同化作用进入菌体内部, 为确保剩余总氮测定含菌体内部氮, 样品采用超声波细胞粉碎机(JY92-ШD, 新芝生物, 中国)破碎, 使菌体内部氮释放出来.样品经0.22 μm醋酸纤维滤膜过滤, 过滤得到的滤液用来测定剩余的TDN、NO3--N、NH4+-N和NO2--N.各氮素浓度计算方法如下[19].
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(5) |
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(6) |
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(7) |
碳源在好氧反硝化过程中不仅提供细菌生长所需要的能量, 还为反硝化过程提供电子.为了研究碳源在反硝化过程中作为能源物质及电子供体的分布比例, 分别以琥珀酸钠(羧酸盐的代表)和葡萄糖(碳水化合物的代表)为唯一碳源分别培养48 h, 测定其氮素和TOC的变化, 根据以下方程式计算[20].
(1) 以琥珀酸钠为碳源时
好氧呼吸：
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(8) |
反硝化作用：
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(9) |
同化作用：
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(10) |
(2) 以葡萄糖为碳源时
好氧呼吸：
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(11) |
反硝化作用：
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(12) |
同化作用：
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(13) |
NH4+-N、NO3--N、NO2--N、TN和TDN采用气相分子吸收光谱仪测定(GMA3376, 上海北裕, 中国).总细菌数采用流式细胞仪计数法测定, 500 μL的样品和5 μL SYBR Green Ⅰ核酸染色剂, 混合后在黑暗及30℃的条件下反应10 min后用流式细胞分析仪(AccuriC6, BD公司, 美国)来测定[21].TOC采用总有机碳测定仪分析(TOC-L, 岛津公司, 日本).本实验数据采用单因素方差分析方法进行分析(P < 0.05), 采用SPSS 25.0统计软件进行统计分析, 并用Origin Pro 2019软件进行绘图和动力学的拟合.每组实验重复3次.
2 结果与讨论 2.1 菌株鉴定及功能基因扩增经过16S rRNA测序比对, 初步确定菌株ZMF5为不动杆菌(Acinetobacter junii).将菌株ZMF5与同源性较高的不动杆菌和其他好氧反硝化细菌进行系统发育分析(图 1), 该菌株与琼氏不动杆菌(Acinetobacter junii)有100%的相似性, 因此命名为Acinetobacter junii strain ZMF5.
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图 1 菌株ZMF5的系统发育树 Fig. 1 Phylogenetic analysis of strain ZMF5 |
对菌株ZMF5的napA和nosZ基因进行扩增, 有研究表明napA基因在有氧条件下催化反硝化的第一步反应, 可以在好氧的条件下将硝酸盐还原, 常被用来作为好氧反硝化过程的功能基因；nosZ基因催化由N2O至N2的过程, 常被用于检测可进行完全反硝化作用(终产物为N2)的微生物[22, 23].由图 2可知, 通过对菌株ZMF5的DNA样品进行扩增, 得到明显的目标条带, 特异性条带出现在300 bp和1 500 bp左右, 表明菌株ZMF5具有napA和nosZ基因.进一步证实了菌株ZMF5可以表达周质硝酸盐还原酶基因, 是典型的好氧反硝化细菌, 好氧条件下由周质硝酸盐还原酶基因来还原硝酸盐, 且最终反硝化产物为N2.本文中napA和nosZ基因的成功表达可以证明菌株ZMF5具有完整的编码反硝化酶的基因及好氧反硝化的能力.
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图 2 菌株ZMF5功能基因的PCR扩增 Fig. 2 Amplification of functional genes of strain ZMF5 by PCR |
菌株ZMF5异养硝化特性及生长曲线如图 3(a)和3(b)所示.由分析可知, 在0~3 h内菌株处于适应期, 生长较为缓慢.在3~18 h, 菌株处于对数增长期, 总细菌数迅速增加, 在18 h达到稳定, 细菌总数达到1.33×108 cells·mL-1, 有100.00%的氨氮被去除, TOC的下降趋势与氨氮类似, 最大去除率达92.00%. 18~24 h细菌生长缓慢, 氨氮和TOC的浓度变化较小.在0~24 h阶段, 菌株ZMF5硝化速率为0.211 mg·(L·h)-1, 高于Janthino bacterium sp. M-11[0.170 mg·(L·h)-1][11]和Acinetobacter harbinensis HITLi7T[0.076 mg·(L·h)-1][12]等异养硝化菌.随后菌株的生长进入衰亡阶段, TOC和总氮的变化基本处于稳定.在整个硝化反应过程中, 随着氨氮的降低, 没有硝氮和亚硝氮的累积, 此现象与之前的研究相一致[22].这些结果表明, 在贫营养条件下, 氨氮主要用于菌株的生长和硝化, 显示出较高的去除率, 因此表明菌株ZMF5在微污染水体中对于氨氮的去除有很大的应用潜力.
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氨氮为氮源:(a)氮素; (b)菌株生长和TOC; 硝氮为氮源:(c)氮素; (d)菌株生长和TOC 图 3 菌株ZMF5以氨氮为唯一氮源时的异养硝化特性和硝氮为唯一氮源时的好氧反硝化特性 Fig. 3 Heterotrophic nitrification characteristics using ammonia nitrogen as the sole nitrogen source and aerobic denitrification performance using nitrate as the sole nitrogen source of strain ZMF5 |
以硝氮为唯一氮源, 菌株ZMF5的好氧反硝化特性及生长曲线如图 3(c)和3(d)所示.从中可知, 硝氮和总氮的去除趋势与TOC的降解具有一致性, 与异养硝化过程相一致.在3~15 h, 菌株处于对数增长期, 细菌数达到1.53×108 cells·mL-1, 硝氮由3.09 mg·L-1降解至0.37 mg·L-1, 去除率为88.02%, TOC由23.49 mg·L-1降解至2.90 mg·L-1, 去除率为87.65%.在15 h时, 硝氮和TOC降解效率达到最大, 分别为88.23%和90.23%, 随后菌株进入稳定生长阶段.在0~15 h, 菌株ZMF5反硝化速率为0.236 mg·(L·h)-1, 高于在相同贫营养培养条件下的Acinetobacter johnsonii WGX-9[0.200 mg·(L·h)-1][13], 说明菌株ZMF5具有较强的好氧反硝化性能.在整个好氧反硝化过程中, 随着硝氮浓度的降低, 没有氨氮的生成, 亚硝氮在9 h出现了少量的累积(0.07 mg·L-1)随即逐渐降低至0.01 mg·L-1, 这与之前的研究结果一致[23, 24], 可能是由于反硝化初期硝氮去除率较高造成亚硝氮的少量积累, 随着硝氮去除达到平衡, 累积的亚硝氮的逐渐降低, 达到稳定.
结果表明, 菌株ZMF5在贫营养培养条件下具有较好的异养硝化能力和好氧反硝化能力, 对氨氮和硝氮有一定的去除效果.菌株ZMF5可以为微污染水源富营养化控制和总氮原位削减工程应用提供一定的菌源保障.
2.3 菌株在不同培养条件下的适应性 2.3.1 碳源不同碳源具有不同的氧化还原电位, 是好氧反硝化过程中的电子供体和能源物质, 也是影响好氧反硝化菌株脱氮特性的重要因素[25].图 4(a)展示了菌株ZMF5在不同类型碳源下的氮素的去除率, 可以看出当碳源为人造碳源时, 硝氮的去除率可达到84.42%和66.43%.对于水体中天然存在的有机物, 菌株的利用效果相对较差.当腐殖酸, 富里酸作为唯一碳源时, 硝氮去除率为19.87%和23.78%；当藻类胞内有机物(铜绿微囊藻IOM和小球藻IOM)为碳源时, 硝氮去除率可达到31.22%和32.44%.TN和TDN的去除率及菌株ZMF5的生长显示出相同的趋势, 说明菌株ZMF5不仅可以利用小分子人造有机物, 还可以利用水体存在的天然有机物[13].结合双重底物降解模型动力学可知(表 2), 当碳源为乙酸钠时, 菌株的比生长速率最大, 当以水库中存在的其它有机物为碳源时, 菌株也有一定的比生长速率.综上可以得出, 菌株ZMF5对不同类型的碳源, 特别是对水源水库中实际存在的有机物也有较高的利用效果, 为菌株ZMF5在天然水体中的原位脱氮提供了一定的理论依据.
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图 4 菌株ZMF5在不同环境条件下的氮去除性能及菌株生长性能 Fig. 4 Nitrogen removal ability and growth performance of strain ZMF5 under different environmental conditions |
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表 2 菌株ZMF5在不同环境条件下的增长动力学 Table 2 Kinetic of growth by strain ZMF5 under different environmental conditions |
2.3.2 C/N
碳和氮作为细菌生长过程的基本营养物质, 其配比不同直接影响着好氧反硝化细菌的脱氮效率, 是提高好氧反硝化菌脱氮能力且节约资源的重要环节[25, 26].如图 4(b)所示, 随着C/N从1.5增加到10, 硝氮去除率从19.45%增加到85.65%.由表 2所示, 菌株的比生长速率变化也有相同的趋势, 在C/N为10时达到最大值, 和大部分微生物适宜的生长条件相类似.此外, 可以看出, 菌株在C/N为5时, 表现出较好的硝氮去除率(64.62%)和菌株比生长速率(0.039 h-1), 高于Diaphorobacter sp.PDB3[27]和Acinetobacter harbinensis HITLi7T[12]等好氧反硝化细菌的脱氮效率, 这说明菌株ZMF5在低C/N的条件下也具有较好的脱氮性能.表明菌株ZMF5可以适应更低的C/N, 有一定的潜力应用于水源水库中进行生物脱氮.
2.3.3 pH微生物的生长需要适宜的pH环境, 不同的pH环境可使细胞膜上的电荷发生变化, 进而影响其生长和好氧反硝化性能[25].如图 4(c)所示, pH对菌株的好氧反硝化性能影响较小, pH在5~11范围内硝氮去除率均高于75.00%.弱碱性条件(pH为7~9)下菌株的氮去除率和比生长速率较高(表 2), 这一结果与大部分的好氧反硝化菌都能在中性或偏碱性条件生长的结果相一致.过低和过高的pH值会导致核酸和微生物表面蛋白的水解变质, 抑制微生物的生长代谢, 在pH为5和11的条件下, 大部分菌株如Janthinobacterium sp. M-11[11]和Marinobacter strain NNA5[28], 显示出较低的氮去除性能, 而菌株ZMF5的氮去除性能较好, 硝氮去除率分别可达到75.88%和83.47%, 说明菌株ZMF5的pH耐受范围更广.从表 2可以看出, 菌株的比生长速率显示出相同的变化趋势.结果表明, 菌株ZMF5对pH波动较大的水体具有较好的适应性.
2.3.4 温度如图 4(d)所示, 菌株ZMF5在温度为8℃时, 硝氮的去除率为75.32%, 高于大多数已报道的好氧反硝化菌株[14, 28].但从表 2看出, 菌株的比生长速率在低温条件时较小.在温度为15~30℃时, 菌株显示出较好的脱氮性能, 其硝氮的去除率均大于85.00%, 菌株的比生长速率基本相同, 均大于低温条件, 此结果与所报道的大多数好氧反硝化细菌所适宜的温度(20~30℃)相一致[25].可以看出, 温度对好氧反硝化细菌的去除效率影响不大, 但对菌株的生长影响较大[29].值得注意的是, 菌株ZMF5在低温的条件下具有较好的脱氮性能, 其氮去除率高于大部分好氧反硝化菌株[23], 在低温环境下较强的适应能力有利于其在实际应用中脱氮潜力的发挥, 为水源水生物脱氮提供了高效菌源.
2.4 菌株氮平衡的分析菌株ZMF5好氧反硝化脱氮过程的氮平衡结果如表 3所示.菌株ZMF5在反应后不同类型氮所占的比例如图 5所示.在以琥珀酸钠为唯一碳源, 硝氮为唯一氮源的培养条件下, 菌株ZMF5有0.96 mg·L-1的硝氮约29.81%转化为细胞内的氮, 18.01%的氮转化为有机氮存在于反应体系中, 氨氮和亚硝氮的含量较少, 剩余18.01%的硝氮未被利用, 38.81%的硝氮转化为气态氮.以葡萄糖为唯一碳源, 硝氮为唯一氮源的反应体系中, 结果与琥珀酸钠为碳源有所差异, 36.13%的氮转化为胞内氮, 9.66%的氮转化为有机氮, 33.33%的硝氮未被利用, 20.56%的氮源转化为气态氮.结果表明在琥珀酸反应体系中, 同化作用脱氮所占的比例以及未被利用的硝氮百分比小于葡萄糖反应系统, 另外转化为气态氮的百分比高于葡萄糖反应系统.Zhang[30]等的研究发现与葡萄糖相比, 琥珀酸钠是较为理想的好氧反硝化碳源, 这与Pseudomonas sp. N6[31]和Acinetobacter junii YB[32, 33]对有机酸的利用率高于糖类的结论一致.
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表 3 菌株ZMF5在不同类型碳源下好氧反硝化过程的氮平衡分析 Table 3 Nitrogen balance analysis during the aerobic denitrification process of strain ZMF5 under different carbon source |
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图 5 菌株ZMF5在不同类型碳源下48 h后各种氮所占的比例 Fig. 5 Proportion of nitrogen at 48 h of strain ZMF5 under different carbon sources |
在整个好氧反硝化过程中, 硝氮的利用说明菌株具有较好的好氧反硝化性能.且以琥珀酸钠为碳源的反应体系中, 其转化为气态氮的比例高于胞内氮的比例, 表明菌株脱氮主要是通过反硝化作用完成, 而不是同化作用.
2.5 菌株碳平衡及电子流的分布以琥珀酸钠为碳源, 硝氮为氮源为例, 根据监测的TOC含量和氮平衡计算, 电子转移的详细计算如下.
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(14) |
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(15) |
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(16) |
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菌株ZMF5在琥珀酸钠和葡萄糖为唯一碳源的条件下培养48 h后, 电子和碳的分布如图 6所示.当琥珀酸钠为碳源时, 有0.34 mmol·L-1的碳(14.37%)用于生物合成(C5H7NO2), 约6.65 mmol·L-1的电子(75.86%)从琥珀酸氧化反应中释放出来, 在这6.65 mmol·L-1的电子中, 0.27 mmol·L-1的电子用于硝氮的还原, 6.38 mmol·L-1的电子通过三磷酸循环用于生物氧化和ATP合成, 分别占所转移电子的4.07%和95.93%, 剩余约有9.77%的碳.在葡萄糖为碳源时, 16.68%的碳用于生物的合成, 5.78 mmol·L-1的碳(66.56%)用于电子供体, 约0.15 mmol·L-1的电子(2.60%)和5.63 mmol·L-1的电子(97.40%)分别流向硝氮的还原和通过糖酵解途径用于生物氧化和ATP的合成, 有16.78%的碳剩余在反应体系中.此现象与之前的研究结果相一致[20, 34].结果表明, 用于硝氮还原的电子较少, 这可能是因为在反硝化过程中, 除了NADH脱氢酶和细胞色素c等核心酶外, 还需要其他复合酶(硝酸盐还原酶、亚硝酸盐还原酶和一氧化氮还原酶等), 而有氧呼吸只需要一种酶, 因此导致底物转化率较低[35].
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图 6 菌株ZMF5在不同类型碳源下培养48 h后电子和碳的分布 Fig. 6 Distribution of electron and carbon flow at 48 h of strain ZMF5 under different carbon sources |
与葡萄糖相比, 琥珀酸更有利于菌株ZMF5的好氧反硝化.可能有以下原因：①在琥珀酸体系中, 由于自碱化作用, 有更加丰富的游离氨, 使得羧酸盐体系的好氧反硝化过程更容易发生[36]；② nap操纵子的转录启动与碳源的类型有很大的联系, nap活性与碳基的氧化态相关, 碳底物体系的还原性越高, 所对应的Nap活性越高.此研究中, 虽然葡萄糖具有更高的还原电位, 但直接进入呼吸链的是丙酮酸而不是葡萄糖, 另一方面, 琥珀酸不仅直接参与呼吸链, 而且比丙酮酸具有更高的还原能力, 因此在琥珀酸体系中保持了较高的nap活性[37]；③相比于葡萄糖, 琥珀酸具有较小的分子量, 且小分子量有机物可以更好地被微生物所利用, 促进好氧反硝化细菌的脱氮性能[11]；④琥珀酸是微生物将复杂有机物(如糖类、蛋白质和脂类)转化为简单小分子有机物时三羧酸循环过程中的中间产物, 能够直接用于生物合成[13, 38].这些结果表明, 相比于碳水化合物, 菌株ZMF5更容易利用羧酸盐化合物, 与之前的相类似, 且通过调节碳源的种类, 可以调节电子向硝酸盐呼吸链的转移途径.
3 结论(1) 菌株ZMF5具有高效的异养硝化能力, 氨氮去除速率为0.211 mg·(L·h)-1, 反应过程只有少量的硝化中间产物累积.同时, 菌株ZMF5具有良好的好氧反硝化特性, 能够利用硝酸盐进行生长代谢, 硝氮去除速率为0.236 mg·(L·h)-1, 且氨氮和亚硝氮在此过程中没有积累.
(2) 菌株ZMF5好氧反硝化最适宜的条件是：乙酸钠为碳源, C/N=10, pH=8, 温度为30℃.此外, 菌株ZMF5有较好的环境适应能力, 能利用不同类型的有机物, 在低C/N, 低pH和低温的条件下均显示出较好的氮去除性能与细菌增长性能, 表明菌株ZMF5有很大的潜力应用于贫营养水源水库中进行生物原位脱氮.
(3) 氮平衡分析表明, 羧酸盐比碳水化合物更能促进好氧反硝化过程的发生, 在琥珀酸钠和葡萄糖为唯一碳源的反应系统中, 菌株ZMF5反硝化除氮占总氮的去除率约为38.81%和20.56%, 同化作用氮所占比例分别为29.81%和36.13%.表明羧酸盐类化合物使得菌株ZMF5脱氮主要是反硝化作用, 而不是同化作用.
(4) 碳平衡结果表明, 在羧酸盐和碳水化合物为唯一碳源的反应系统中, 有75.86%和66.56%的碳源用于电子供体, 但用于硝氮还原的电子较少, 仅占转移电子的4.07%和2.60%.表明碳源的还原势、电子供体的丰度以及有机物的分子量可以调节电子的转移途径.
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