2020, Vol. 41
2. 中国科学院地理科学与资源研究所环境修复中心, 北京 100101;
3. 中国科学院大学, 北京 100049;
4. 河南省土壤污染监测与修复重点实验室, 济源 459000;
5. 中国农业科学院农业资源与农业区划研究所, 北京 100081;
6. 北京瑞美德环境修复有限公司, 北京 100015
, GUO Jun-mei2,3 , WANG Xue-dong1 , YANG Jun-xing2,3
, YANG Jun2,3 , CHEN Tong-bin2,3 , CAO Liu4 , CHENG Yong-xia4 , REN Zhan-hong4 , WANG Jie5 , ZHOU Xiao-yong6
2. Center for Environmental Remediation, Institute of Geographic Sciences and Natural Resources Research, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China;
3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China;
4. Key Laboratory for Monitor and Remediation of Heavy Metal Polluted Soils of Henan Province, Jiyuan 459000, China;
5. Institute of Agricultural Resources and Regional Planning, Chinese Academy of Agricultural Sciences, Beijing 100081, China;
6. Beijing Ruimeide Environmental Restoration Co., Ltd., Beijing 100015, China
土壤是人类赖以生存和发展的重要自然资源, 随着经济的快速发展, 大量矿产资源被开发、各种化肥以及农药的施用, 致使重金属污染物通过各种途径进入并存留在土壤中, 导致土壤重金属污染日益严重, 已经成为危害我国土壤环境质量和粮食食品安全的主要问题之一[1~3].目前, 我国农田土壤受重金属污染严重, 据2014年环保部与国土部联合公布的《全国土壤污染状况调查公报》显示, 我国耕地土壤中重金属污染点位超标率达19.4%, 其中镉(Cd)的点位超标率高达7.0%.我国目前受重金属污染的农田达2500万hm2, 而土壤中的重金属等污染物可通过食物链等途径进入人体, 从而产生严重的环境健康风险[4], 因此针对土壤中Cd等重金属污染的治理刻不容缓.
重金属污染土壤的植物修复技术因其环境友好、成本较低而受到国内外学者的广泛关注[5].研究和发掘重金属超富集植物是该技术的核心, 然而目前发现的重金属超富集植物一般存在植物矮小、生长缓慢、对环境适应性较差等特性, 这使得超富集植物修复重金属污染土壤存在着周期长, 经济效益低等问题, 严重限制了其实际应用.因此, 利用大生物量的植物修复重金属污染土壤成为该领域研究的重点[6].油菜(Brassica napus L.)是十字花科芸薹属的一年生草本植物, 是我国重要的油料作物之一, 在全国各地被广泛种植.有研究表明, 油菜具有很强的Cd富集能力, 而且Cd易于积累在油菜根部, 而籽粒中累积量很低[7].因此, 利用油菜修复Cd污染土壤在修复效果和经济价值方面均具有一定的优势.目前应用植物进行土壤修复的案例很多, 然而对不同油菜品种的Cd富集能力和耐性差异机制的研究仍较少, 因此对不同品种油菜Cd耐性机制进行探索, 有助于更好地筛选和改良开发适合Cd污染土壤修复的油菜品种.
植物对重金属的耐性机制有亚细胞区隔化、植物抗氧化相关的活性氧代谢、与解毒螯合相关的硫代谢以及金属硫蛋白(metallothionein, MT)和膜金属转运蛋白基因的表达和调控等, 其中植物亚细胞区隔化是植物对重金属耐性的重要机制.植物中重金属在不同亚细胞组分的分布代表着不同的毒理学特性[8], 国内外许多学者发现不同Cd富集植物表现出不同的亚细胞分布特征[9].在Cd胁迫条件下, 美洲商陆(Phytolacca Americana L.)和柔毛委陵菜(Potentilla griffithii)等植物可通过将Cd区镉在液泡中以减轻其毒害[10], 而将Cd区隔在热稳定蛋白和细胞壁组分则可能是蓖麻(Ricinus communis L.)Cd耐性和解毒的主要机制[11].尽管一些植物通过亚细胞区隔化等机制能够耐受一定浓度的重金属Cd, 但当植物体内Cd累积水平过高则会导致活性氧(reactive oxygen species, ROS)过量产生, 包括超氧自由基(·O2-)、羟基自由基(·OH)和过氧化氢(H2O2), 这将严重损伤植物细胞, 如蛋白质氧化、酶活性受抑制和脂质过氧化等[12, 13]；而抗氧化酶系统是植物应对重金属胁迫的重要防御机制.研究发现马铃薯在Cd胁迫下抗氧化酶活性显著提高, 但是不同植物体内对抗氧化胁迫的响应方式存在差异[14, 15].鉴于油菜修复Cd轻中度污染土壤具有良好地应用前景, 因此深入研究油菜对Cd的耐性机制有助于进一步开发高效、安全的油菜修复品种.
本文以两种不同Cd富集能力的油菜品种秦油1号(QY-1)和三月黄(SYH)为研究对象, 这两种油菜品种已在我国北方某典型中低度Cd污染农田进行了小试和中试示范, 并取得一定的修复效果.本研究通过研究这两种油菜Cd的耐性和富集能力的差异以及在Cd胁迫下体内抗氧化酶活性与亚细胞区隔化特征的变化规律, 明晰油菜Cd耐性及相关解毒机制, 以期为油菜广泛应用于Cd污染土壤修复提供理论依据.
1 材料与方法 1.1 试验设计水培试验：以前期在田间中轻度Cd污染土壤上油菜的生长试验数据为依据, 筛选出两种Cd富集能力较强的油菜品种秦油1号(QY-1)和三月黄(SYH)作为供试植物.油菜种子最初在无污染的基质上培养2~3周, 直到幼苗发育出两片健康的嫩叶, 然后选取长势均匀的健壮幼苗用于水培试验.水培溶液采用50%霍格兰营养液, 其成分为：2.5 mmol·L-1 Ca(NO3)2、2.5 mmol·L-1 KCl、0.5 mmol·L-1 KH2PO4、0.5 mmol·L-1 MgSO4、25 μmol·L-1 H3BO3、2.25 μmol·L-1 MnSO4、1.9 μmol·L-1 ZnSO4、0.15 μmol·L-1 CuSO4、0.05 mmol·L-1 (NH4)6Mo7O24和5 μmol·L-1 Fe-EDTA.用0.1 mol·L-1 NaOH调节溶液pH值至6.0±0.1.通过外源添加CdCl2·2.5H2O(优级纯)设置0、2和5 mg·L-1这3个Cd处理浓度, 每个处理设置4个重复.将长势一致的油菜幼苗移栽到含有不同Cd处理溶液的塑料培养盆中, 培养盆上放置定植筐, 每盆培养4株幼苗, 其中2株用于测定油菜生物量和Cd浓度, 剩余2株用于分析油菜叶片中Cd的亚细胞分布以及抗氧化酶活性.本试验于中国科学院地理科学与自然资源研究所环境修复中心温室内开展, 培养温度为25℃/15℃(昼/夜)、光周期为16 h、光照强度约为300 mmol·(m2·s)-1、平均相对湿度为60%, 培养期间持续通气, 每隔3 d更换一次营养液, 培养16 d后收获.
大田试验：试验于2017年10月~2018年5月在华北平原某市进行, 试验地属温带大陆性季风气候, 四季分明, 年平均气温14.6℃, 全年日照时长为1727.6h, 年降水量为860 mm.土壤类型为褐土, 其基本理化性质为有机质19.4 g·kg-1、全氮1.18 g·kg-1、全磷0.86 g·kg-1、全钾26.6 g·kg-1、速效氮83.7 mg·kg-1、速效磷23.0 mg·kg-1、速效钾140.0 mg·kg-1, pH为7.7.试验地土壤主要重金属污染物为镉(Cd：2.22 mg·kg-1), 超过《土壤环境质量农用地土壤污染风险管控标准(试行)》(GB 15618-2018)风险筛选值(0.6 mg·kg-1, pH＞7.5)近3倍, 属Cd中度污染土壤.将田块划分为2个10.0 m×10.0 m的试验区域, 选取籽粒饱满的秦油1号(QY-1)和三月黄(SYH)的种子, 分别沟施条播在试验区域中.于成熟期按五点法采集油菜根、茎和叶, 用于制备样品；采用与水培样品一致的消解方法来测定Cd含量.
1.2 植物样品采集与制备油菜收获后区分根、茎和叶后用自来水冲洗, 然后在10 mmol·L-1 EDTA溶液中浸泡5 min, 去除植株表面附着的Cd离子, 最后用去离子水彻底冲洗干净.用于测定生物量和Cd含量的样品在80℃烘干, 然后分别记录根、茎和叶的重量；用于分析亚细胞分布和抗氧化酶活性的新鲜叶片保存在-80℃冰箱中待测.
1.3 测定指标与方法 1.3.1 Cd含量检测方法植物中Cd含量采用浓HNO3和HClO4(5:1, 体积比)进行消解, 消解完全后过滤、定容至50 mL, 采用电感耦合等离子体质谱仪(ICP-MS, Elan DRC-e, Perkin Elmer, USA)测定Cd浓度.采用标准物质GBW07603(GSV-2)用于监控样品中Cd的回收率(90%±10%).
1.3.2 Cd亚细胞提取基于差速离心的原理, 通过不同离心力可将植物细胞中不同亚细胞组分分离出来[11], 包括：细胞碎屑(cellular debris)、细胞器组分(organelle)、金属富集颗粒体(metal-rich granule, MRG)、热敏感蛋白(heat denatured protein, HDP)和热稳定蛋白(heat stable protein, HSP).首先在液氮下用研钵和研杵将冷冻的新鲜叶子(0.2 g)研碎, 置于10 mL离心管中, 然后加入10 mL含有0.25 mol·L-1蔗糖, 50 mmol·L-1 Tris-HCl(pH 7.5)和1.0 mmol·L-1二硫赤藓糖醇的缓冲溶液(pH 7.5).将匀浆以15000g离心15 min, 然后上清液在100000g条件下离心1 h, 沉积物即为细胞器组分.然后将100000g离心后的上清液在80℃加热10 min后用冰冷却1 h, 再以50000g离心15 min, 离心后的上清液和沉积物分别为热稳定蛋白组分和热敏感蛋白组分.向15000g离心后的沉积物中加入2.0 mL 1.0 mol·L-1 NaOH, 在70℃下水浴1 h, 然后在10000g离心15 min, 所获得的上清液和沉积物分别为细胞碎屑组分和金属富集颗粒组分, 所有操作均在4℃下完成.所获得的5个组分的消解及Cd含量测定方法与植物样相同, 所得到的数据取4个重复的平均值.
1.3.3 抗氧化酶的测定取新鲜油菜叶1.00 g打碎成匀浆, 加入9 mL 0.05 mol·L-1磷酸盐缓冲液(pH 7.4)进行提取, 将匀浆以4000 r·min-1离心10 min, 所得上清液采用抗氧化酶测定试剂盒(南京建成生物工程研究所)分析抗氧化酶活性.
采用总超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)测定试剂盒(WST-1法, 南京建成生物工程研究所)测定提取液中SOD活性；采用过氧化物酶(peroxidase, POD)测试盒(比色法, 南京建成生物工程研究所)测定提取液中POD活性；采用过氧化氢酶(catalase, CAT)测定试剂盒(可见光法)测定提取液中CAT活性.
1.3.4 耐性指数、生物富集系数和转运系数利用耐性指数(tolerance index, TI)表征不同油菜品种对Cd胁迫的生长响应, 表示为油菜在Cd胁迫下与对照条件下地上部生物量的比值.利用生物富集系数(bioconcentration factor, BCF)评价不同油菜品种对Cd的富集效率, 表示为油菜地上/地下部分的Cd浓度与生长介质中Cd浓度的比值.利用转运系数(translocation factor, TF)来评价不同油菜品种Cd由根部向地上部的转运能力, 表示为油菜地上部分Cd浓度与根部Cd浓度的比值.具体公式如下：
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式中, 当Q代表TI时, C1/C2分别表示镉胁迫下与对照条件下油菜地上部的生物量(g·plant-1)；当Q代表BCF时, C1/C2分别表示植物地上部Cd含量和生长基质中Cd浓度(mg·kg-1)；当Q代表TF时, C1/C2分别表示植物地上部和根部Cd含量(mg·kg-1).
1.4 数据处理与分析使用Microsoft Excel 2007软件进行数据相关计算, 试验结果采用SPSS Statistics 19软件进行数据统计分析, 不同处理间采用最小显著差数法(LSD法)进行差异显著性检验(P＜0.05)；图表制作采用Origin pro 2018完成.
2 结果与分析 2.1 油菜水培试验 2.1.1 Cd胁迫对油菜生物量的影响油菜的生长状况是反映其受到Cd胁迫程度最直观的指标.表 1为3个浓度Cd处理下两种油菜地上部和根部的生物量以及耐性指数TI值.从中可知, 与对照相比, Cd胁迫下两个品种油菜地上部和地下部的生长均未受到明显的抑制, 甚至有增加的趋势.在Cd处理浓度分别为2 mg·L-1和5 mg·L-1时, SYH地上部生物量相较于对照显著提高(P＜0.05), 分别提高了18.84%和26.01%, 这表明SYH地上部对Cd胁迫作用有一定的补偿-调节机制, 与肖旭峰等[16]研究镉、铅对芹菜生长的结果一致, 而QY-1地上部生物量没有显著地变化.SYH地下部生物量随Cd浓度增加呈下降趋势, 尤其在Cd处理浓度为5 mg·L-1时地下部生物量显著降低, 较对照处理降低了47.63%(P＜0.05), 而QY-1在两个Cd处理下地下部生物量均未有显著变化.其原因可能是SYH根系对重金属Cd的吸收能力较强, 由根部从介质中吸收Cd远超QY-1(表 2), 抑制了根系的生长.在两个Cd处理浓度下, QY-1和SYH地上部都具有较高的耐性指数(TI), SYH地上部耐性指数(TI)明显高于QY-1, 两个Cd浓度下分别是QY-1的1.28和1.37倍.综上可知, 两种油菜均可在较高浓度Cd胁迫下正常生长发育, 其中SYH相较QY-1根部能吸收更高量的Cd, 尽管在高浓度Cd胁迫下根系生长受到一定抑制, 但其地上部具有更高的生物量和耐性指数, 在修复Cd污染土壤方面的效率更高.
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表 1 Cd胁迫对两种油菜生物量和耐性指数的影响1) Table 1 Effect of Cd stress on biomass and tolerance index of two of Brassica napus L. cultivars |
2.1.2 Cd胁迫对不同富集能力油菜Cd吸收、转运的影响
由表 2可见, 随着Cd处理浓度的增加, 两种富集型油菜地上部和地下部Cd含量均显著增加.在Cd处理浓度为2 mg·L-1和5 mg·L-1时, QY-1地上部Cd含量分别较对照处理提高了13.47和33.12倍, SYH提高了16.63和56.11倍；QY-1地下部Cd含量分别是对照组的208.79和284.81倍, SYH分别是152.89和265.39倍.两种油菜地下部Cd含量均显著高于地上部, 2和5 mg·L-1 Cd浓度下, QY-1地下部Cd含量分别是地上部的12.74和7.37倍, SYH分别是20.52和11.01倍.本研究油菜地上部和地下部Cd含量的差异与Guo等[17]在水培条件下研究八宝景天对Cd胁迫的结果趋势一致.在2 mg·L-1 Cd胁迫下, 两个品种地上部Cd含量没有表现出差异, 随着Cd胁迫浓度的增加, 两品种地上部Cd含量差异进一步增大, 在5 mg·L-1 Cd胁迫下, SYH品种地上部Cd含量较秦油1号提高32.1%.与地上部相比, 两品种油菜地下部Cd含量表现出更为显著的差异, 3个Cd浓度处理(0、2和5 mg·L-1), SYH地下部Cd含量均显著高于QY-1, 分别是QY-1的2.12、1.55和1.97倍.由此可见, 两种油菜对Cd均具有较强的累积能力, 但SYH的累积能力更高.
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表 2 两种油菜地上部和地下部Cd的含量 Table 2 Cd concentrations in shoots and roots of two of Brassica napus L. cultivars |
重金属生物富集系数(BCF)和转运系数(TF)是反映植物对重金属富集能力强弱的重要指数.由表 2可知, 除SYH地上部, QY-1与SYH地下部BCF都随Cd处理浓度的增加呈下降趋势.当Cd处理浓度为2 mg·L-1和5 mg·L-1时, QY-1地上部BCF分别为47.0和44.3, 差异不明显, 而地下部BCF分别为598.2和326.4, 远高于地上部, 但随浓度增加地上部和地下部的BCF都有减小的趋势.SYH地上部和地下部的BCF随Cd胁迫变化趋势和QY-1相似.在相同Cd处理条件下, 两种油菜地上部BCF差异不大, 但SYH地下部BCF远高于QY-1, 在Cd处理浓度为2 mg·L-1和5 mg·L-1时分别是QY-1的1.55和1.97倍.这两种油菜转运系数(TF)都随Cd胁迫的增加而增加, 这与Zhang等[11]在水培条件下对蓖麻Cd转运的研究结果一致.综上可知, 两种富集型油菜在受Cd胁迫时, 都倾向于将部分Cd转移到地上部来缓解Cd的毒性.而SYH具有更高的生物富集系数, 且根部具有更强的Cd吸收和累积能力.
2.1.3 不同富集能力油菜叶片中Cd亚细胞分布差异亚细胞区隔化是植物对重金属耐性的重要机制, 重金属Cd进入植物体内后, 在细胞中与不同的亚细胞组分结合, 可表现出不同的生物学毒性[18].因此, 通过研究油菜叶片中不同亚细胞组分内Cd的含量, 有助于阐明不同Cd富集能力油菜品种对Cd的耐性及其解毒机制[19].
在两个Cd处理浓度下, Cd主要富集在两种油菜叶片中的金属富集颗粒、热稳定蛋白和细胞碎屑组分中, 在QY-1和SYH叶片中这3种组分Cd含量占叶片总Cd含量的95.31%~97.90%；随着Cd处理浓度的增加, QY-1和SYH叶片中金属富集颗粒和热稳定蛋白组分中的Cd含量均明显增加(图 1).金属富集颗粒组分为Cd进入植物叶片内形成不溶性沉淀物从而减轻其毒性[20], 热稳定蛋白主要包括植物螯合态以及金属硫蛋白等, 可与Cd形成络合物, 从而减轻Cd的毒害作用, 因此, 这两种亚细胞组分可表示为生物解毒组分(biological detoxified metal, BDM)；细胞器组分与热敏感蛋白分别为细胞质内具有特定形态结构和功能的质体以及对细胞新陈代谢具有重要影响的酶, 由于这两种亚细胞组分均对重金属胁迫十分敏感, 因此可表示为金属敏感组分(metal sensitive factions, MSF)[21].两种富集型油菜叶中Cd在BDM中的含量明显高于MSF, 在2 mg·L-1浓度Cd处理下, QY-1和SYH叶BDM中的Cd含量分别是MSF中的15.59和13.54倍, 在5 mg·L-1浓度Cd处理下, 分别是24.37和28.46倍(图 2).这表明将Cd区隔在金属富集颗粒和热稳定蛋白组分中是油菜的主要解毒机制之一, 这与曹柳等[22]对3种不同Cd富集能力的向日葵Cd亚细胞分布的研究结果一致.
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0、2和5表示Cd浓度(mg·L-1), 下同 图 1 两种油菜叶片各亚细胞组分中Cd含量 Fig. 1 concentrations in each subcellular component of leaves of two Brassica napus L. cultivars |
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MSF表示为金属敏感组分(细胞器+热敏感蛋白); BDM表示为生物解毒组分(金属富集颗粒体+热稳定蛋) 图 2 两种油菜叶片中金属敏感组分(MSF)、生物解毒组分(BDM)中Cd含量 Fig. 2 Cd concentrations in metal-sensitive components (MSF) and biodetoxification components (BDM) in leaves of two of Brassica napus L. cultivars |
本研究发现这两种油菜在亚细胞累积的Cd有显著差异, 在5 mg·L-1Cd浓度下SYH细胞碎屑组分中累积的Cd远高于QY-1, 超出341.20%.细胞碎屑组分主要为细胞壁和细胞膜脱落物, 而细胞壁是Cd进入植物细胞内的第一道屏障, 并提供了大量的离子结合点位, 从而对重金属产生固定作用[23, 24].此外, 前面研究也发现SYH地上部叶片具有更高的生物量(表 1), 这表明SYH地上部可能对Cd具有更高的“容量”, 进一步说明SYH具有更大的Cd修复潜能.
2.1.4 Cd胁迫对油菜抗氧化酶活性的影响重金属胁迫会阻碍植物正常的新陈代谢并诱导活性氧(reactive oxygen species, ROS)的大量产生, 引起脂膜过氧化, 导致细胞膜透性增强, 膜结构遭到破坏, 影响植物的正常生长发育, 而植物体内抗氧化系统的存在有助于清除植物体内过多的超氧自由基(·O2-)[25].因此, 在受到Cd胁迫的情况下, 抗氧化酶被认为是许多Cd富集植物或耐性植物体内过氧化胁迫的重要保护机制和超氧自由基的主要“清道夫”[26].图 3是不同Cd处理下两种油菜SOD、CAT和POD活性的变化, 由图可见, 两种富集能力油菜叶片中SOD和CAT活性并未受到Cd处理浓度的显著影响.QY-1叶中POD活性(以FW计)在Cd浓度2 mg·L-1下是0.86 U·g-1,在Cd浓度5 mg·L-1下是2.37 U·g-1, 显著提高了175.58%(P＜0.05).与QY-1不同的是, SYH叶中POD活性随Cd处理浓度的增加呈现先上升后下降的趋势, 2 mg·L-1 Cd浓度下SYH叶中POD活性是5 mg·L-1 Cd浓度时的1.26倍[图 3(b)].而相同Cd处理浓度下, 两种富集型油菜叶中POD活性存在显著性差异(P＜0.001).在2 mg·L-1 Cd浓度下, SYH叶中POD活性显著高于QY-1, 是QY-1的2.33倍；5 mg·L-1 Cd浓度下SYH叶中POD活性仅为QY-1的三分之二.由此可见, 在低Cd胁迫下, SYH体内存在着较QY-1更有效的应对Cd胁迫的抗氧化酶机制, 而随Cd胁迫浓度的提高, 油菜体内Cd含量增加, SYH抗氧化酶系统可能已不足以应对Cd胁迫, 但油菜并未表现出毒害效应, 可知这一时期SYH体内Cd的主要解毒机制已非抗氧化系统, 而是主要通过亚细胞区隔化将Cd区隔在活性较低的组分来减轻其毒害作用.
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SOD、POD和CAT分别为超氧化物歧化酶、过氧化物酶和过氧化氢酶；不同大写字母表示品种间差异显著(P＜0.05)；不同小写字母表示品种内不同Cd处理的差异显著(P＜0.05)；*表示P＜0.05, **表示P＜0.01, ***表示P＜0.001 图 3 两种油菜叶片SOD、POD和CAT活性水平 Fig. 3 Activity levels of SOD, POD, and CAT in leaves of two of Brassica napus L. cultivars |
由图 4可知, 田间条件下, 除QY-1豆荚外, 两种油菜地上部各器官中Cd含量均明显高于根部, 这与廉梅花等[27]研究镉超富集植物东南景天体内镉分布的趋势一致.同时, SYH豆荚、叶、茎和根部Cd含量也均高于QY-1, 分别是QY-1的2.68、1.99、1.46和1.43倍.由此可知, 在大田试验条件下, SYH比QY-1能去除更高量的Cd, 具有更高的Cd提取量和累积能力.此外, 本研究比较了两种富集能力油菜与其他4种植物(经验证的Cd超累积植物或富集植物)[28~31]对Cd污染土壤的植物修复效果(表 3).由表 3可知, 在土壤Cd浓度(1.55~2.65 mg·kg-1)和pH(5.14~7.9)范围内, 两种富集型油菜与4种富集植物的生物量由大到小为龙葵(Solanum nigrum L.)＞秦油1号(QY-1)＞八宝景天(S. spectabile)＞三月黄(SYH)＞东南景天(S. alfredii)＞伴矿景天(S. plumbizincicola)；地上部Cd含量由高到低为东南景天(S. alfredii)＞伴矿景天(S. plumbizincicola)＞八宝景天(S. spectabile)＞龙葵(Solanum nigrum L.)＞三月黄(SYH)＞秦油1号(QY-1).从6种植物地上部Cd含量比较而言, 2种油菜均明显低于表 3中4种已报道的Cd超富集植物, 但油菜生物量相对高于东南景天与伴矿景天等植物, 同时, 本研究的油菜品种为冬油菜, 可利用冬季进行规模化种植, 便于田间管理.而且油菜花期较长, 极具观赏价值；油菜籽还可以用来工业榨油, 有一定的经济产出, 因此具有潜在的推广应用空间.此外, SYH生物量虽低于QY-1, 但其拥有更高的地上部Cd含量；同时, SYH的Cd提取量也明显高于QY-1, 是QY-1的1.91倍.因此同等条件下, SYH具有更大的品种优势, 能去除更高量的Cd.
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图 4 两种富集型油菜地上部和根部Cd含量 Fig. 4 Cadmium concentrations of shoots and roots of two Brassica napus L. cultivars |
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表 3 两种油菜与其他超富集植物对Cd污染土壤的植物修复效果比较 Table 3 Comparison of phytoremediation effects of two Brassica napus L. cultivars and other Cd hyperaccumulator plants grown in Cd-contaminated soils |
3 结论
本研究通过水培和田间试验验证, 三月黄油菜(SYH)在耐性指数、地上和地下部Cd含量以及生物富集系数上均高于秦油1号(QY-1), 具有较高的Cd耐性和富集能力.此外, 这两个油菜品种在对Cd的耐性和解毒机制上也存在一定的差异, 其叶片中Cd均主要区隔在热稳定蛋白(HSP)和金属富集颗粒(MRG)组分中, 这是两种油菜在亚细胞水平上的重要解毒机制, 在水培高浓度Cd胁迫下SYH叶中Cd在细胞碎屑组分的含量达QY-1的4.41倍, 由此可知, Cd在细胞碎屑组分中的分布是导致高浓度Cd胁迫下两种油菜Cd富集能力差异的重要机制.此外, 在水培Cd胁迫条件下, SYH叶中POD活性和响应速度远高于QY-1, 具有更高的抗氧化和耐Cd胁迫的能力.在大田试验条件下, SYH的地上部Cd累积能力和Cd去除量都要高于QY-1.综上所述, SYH品种油菜对Cd胁迫具有更强的耐性和更高效的解毒机制；本研究为油菜应用于我国中轻度Cd污染农田修复提供了理论依据.
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