2019, Vol. 40
2. 福建农林大学生命科学学院, 福州 350002
2. College of Life Sciences, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou 350002, China
天然水体的溶解性有机质(dissolved organic matter, DOM)是生物圈中最大的有机碳库, 在全球碳循环中扮演着重要的角色, 并对水生系统营养盐循环和污染物转化以及生态系统功能产生重要影响[1~4].有色溶解有机质(chromophoric dissolved organic matter, CDOM)是DOM中能够吸收紫外光和可见光的一类重要物质, 含有腐殖酸、富里酸、氨基酸和芳烃化合物等[5].国内外的研究表明淡水生态系统DOM的芳香性高于海洋生态系统, 且浮游植物、土地利用类型、微生物和营养盐等影响DOM的时空分布[6~9]. CDOM在河流中的光降解和微生物降解是去除河流CDOM的重要过程, 影响着河流水体的环境质量.有研究表明将近50%的CDOM可经光化学降解而被消耗[10, 11], 而微生物可以把活泼DOM组分转化为惰性组分并长期储存起来, 并且营养盐浓度、DOM自身浓度/活性、微生物群落种类等会影响DOM的生物可利用性[1~4].三维荧光光谱(EEMs)结合平行因子(PARAFAC)作为DOM表征的先进技术, 运用该技术分析CDOM的荧光特征, 定性、定量地指示CDOM的组成、分布和降解特征, 对研究DOM的生物地球化学循环具有重要的意义[12~14].
闽江是福建省最大河流, 多年平均径流量为6.1×1010 m3[15], 位列全国第八, 是东南沿海陆源物质入海的重要通道, 对邻近的台湾海峡的生物地球化学与生态系统有着重要影响.同时, 闽江流域面积为60 992 km2[15], 下游流经省会城市福州, 是流域工农业生产和人民生活用水的主要水源, 研究其水环境问题对保障水安全具有重要价值.因此, 本文对闽江下游-河口区夏季CDOM样品进行分析, 探讨CDOM的组成、分布及其降解特征, 以期为闽江河流-近海系统生物地球化学和生态环境研究提供科学数据.
1 材料与方法 1.1 样品的采样与预处理2017年7月8日和10日, 在闽江下游-河口区的17个站位采集表层水样(图 1, M01~M17).采集的水样与大量冰块一起低温保存于保温箱中, 带回实验室立即用灼烧过的0. 7 μm孔径GF/F膜过滤水样, 滤液置于棕色玻璃瓶中冷藏保存, 次日测定荧光和吸收光谱.
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图 1 闽江下游-河口区采样站位示意 Fig. 1 Sampling locations in the lower Minjiang River Estuary |
将16个站位(除M03站位)过滤后的水样分装在60 mL棕色玻璃瓶中, 室温避光培养, 保持瓶内系统与空气相通, 在28 d后测定样品的光谱特征; 特别地, 对M01、M06、M10和M17站位, 分别在0、3、7、14、28 d测定样品的光谱特征, 每组设3个平行样.
1.2.2 光降解实验M01、M06、M10和M17站位冷冻保存的滤液解冻后用孔径为0.2 μm的聚碳酸酯滤膜过滤, 滤液分装在100 mL的石英管中用封口膜密封, 其中一部分用锡纸包裹作为避光对照组.石英管置于水中, 白天经太阳光照射, 夜晚冷藏保存, 并分别于0、1、3 d测定样品的光谱特征, 每组设3个平行样.
1.3 样品的测定 1.3.1 紫外-可见吸收光谱分析采用紫外-可见分光光度计(天美UV2600, 中国)测定样品的光吸收特征.以Milli-Q水为空白, 用10 cm光程的石英比色皿, 在240~800 nm范围内扫描吸收光谱, 测量精度为±0.001.以280 nm处的吸收系数a(280)表示CDOM的相对丰度, 以275~295 nm处的光谱斜率S275~295表征CDOM的化学组成特征.
1.3.2 三维荧光光谱-平行因子分析利用荧光分光光度计(Agilent Cary Eclipse, 美国)扫描过滤后样品的EEMs, 激发波长(Ex)为240~450 nm, 步长5 nm; 发射波长(Em)为280~600 nm, 步长1 nm.测得的样品EEMs扣除当天扫描的Milli-Q水信号, 并以样品的吸光度校正内过滤效应, 再运用PARAFAC进行解谱, 识别CDOM样品中存在的各种荧光组分、分析各荧光组分的荧光强度与相对比例.
2 结果与讨论 2.1 夏季闽江下游-河口区CDOM的空间分布 2.1.1 CDOM的荧光组分特征利用PARAFAC对158个CDOM样品的EEMs进行分析, 共识别出4个荧光组分(图 2), 所有组分都具有单一的发射峰, 除组分C2的其他3个组分都有2个激发峰.这些组分的荧光特征与其他研究中利用PARAFAC鉴别的荧光组分相似[12~14, 16~18], 各组分的峰位置、性质描述及与文献结果的对比见表 1.
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图 2 PARAFAC模型识别的4个荧光组分的光谱特征 Fig. 2 Spectral characteristics of the four fluorescent components identified with the PARAFAC model |
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表 1 荧光组分C1、C2、C3和C4的最大激发波长和最大发射波长 Table 1 Excitation and emission maxima of the fluorescent components C1, C2, C3, and C4 |
组分C1(≤240, 325/442 nm)、C3(265, 405/488 nm)是典型的类腐殖质荧光组分. C1的长波激发荧光峰(325/442 nm)位于传统的C峰区域, 而短波激发荧光峰(≤240/442 nm)与A峰接近.该组分代表了陆地来源的腐殖质组分. C3的发射峰波长较传统的A峰、C峰都长, 长波激发峰(405/488 nm)与传统的C峰相近, 但其激发发射波长都更长, 说明可能含有高分子量和高芳香度基团.
组分C2(275/299 nm)和C4(≤240, 290/344 nm)为典型的类蛋白质组分, C2的荧光峰位置与传统B峰一致, 说明C2主要为类酪氨酸基团. C4的两个荧光峰的位置与色氨酸单体的荧光峰(220~230, 270~280/340~350 nm)相近, 说明C4主要为类色氨酸荧光基团.
2.1.2 DOM各荧光组分的空间分布与河口行为对4个荧光组分的荧光强度进行相关性分析(表 2).发现组分C1和C3之间存在显著的相关性(r=0.981, P < 0.01), 表明2个类腐殖质的来源具有相似性.同时另外2个组分C2和C4间相关性较弱, 说明2个类蛋白质的特征以及来源各不相同, 因此可以将闽江下游的荧光组分分为3种类型：类腐殖质、类酪氨酸和类色氨酸.
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表 2 荧光组分C1、C2、C3和C4荧光强度的相关性1) Table 2 Correlations between the fluorescence intensities of the fluorescent components C1, C2, C3, and C4 |
类腐殖质组分的荧光强度为0.09~0.48RU, 平均值为0.40RU, 在进入市区后(即M03站位以后)升高11%, 而后基本保持不变, 至河口区(即M12站位以后)开始快速下降图 3(a)].河口区类腐殖质与盐度显著相关(r=-0.978, P < 0.01), 表明其在河口区呈保守行为[图 3(b)], 主要来源为陆源输入.
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图 3 3类荧光组分的荧光强度随经度和盐度的变化 Fig. 3 Changes in the fluorescence intensities of the three types of fluorescent components with longitude and salinity |
类酪氨酸组分的荧光强度为0.03~0.50RU, 平均值为0.13RU[图 3(a)].类酪氨酸的荧光强度在河段的变化无明显规律[图 3(b)].在河口区类酪氨酸与盐度无显著相关, 但在盐度>3后随盐度的增加呈上升趋势[图 3(b)], 最终高于类腐殖质的荧光强度, 可能与海洋浮游生物生产的贡献有关[19].
类色氨酸组分的荧光强度为0.03~0.44RU, 平均值为0.15RU.类色氨酸荧光强度的空间分布与类酪氨酸类似, 在河段的变化无明显规律[图 3(a)].在河口区, 类色氨酸与盐度无显著相关(r=-0.537, P＞0.05), 但在盐度>1‰后随盐度的增加呈下降趋势[图 3(b)], 这说明陆源输入的类色氨酸高于海洋自生的.
整体上类腐殖质的荧光强度在三类荧光组分中所占比例最大, 各个站位类腐殖质的平均比例为61%, 说明类腐殖质是闽江下游水体CDOM荧光物质的主要组分.这与Baker[20]对河流CDOM的研究结果类似, 即河流中类腐殖质荧光强度要显著大于类蛋白质荧光强度.类腐殖质的荧光强度在市区河段升高11%, 而类蛋白质的荧光强度在市区和郊区河段基本保持不变, 表明人为活动影响着CDOM的类腐殖质组分, 而对类蛋白质组分的影响不显著.而在河口区盐度＞15‰的站位, 两类类蛋白质组分的比例随盐度的增加而增加, 反映出河口区随着盐度的增加CDOM的荧光组分从以类腐殖质为主转变为以类蛋白质为主, 这与九龙江河口[21]和波罗的海[19]的观测结果一致. M12站位类蛋白质组分突然增加, 而类腐殖质组分无明显变化, 可能与该站位存在人为污水排放有关.
2.1.3 CDOM的吸收特征及其空间分布图 4是a(280)和S275~295随经度的变化, 反映了a(280)和S275~295的空间分布特征. CDOM的吸收系数a(280)能反映水体中CDOM的相对含量[22]. a(280)的变化范围是2.1~13.4 m-1. a(280)在M01~M03站位较低, 平均值为11.7 m-1; 进入市区后有所升高, 变化范围为11.6~13.4 m-1; 在下游郊区河段(即M08站位以后), a(280)随着经度的增加开始降低, 变化范围为10.8~13.4 m-1; 而在河口区快速下降(图 4).河口区a(280)与盐度呈显著负相关(r=-0.959, P＜0.01), 表明CDOM在河口区呈保守行为.
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图 4 CDOM吸光系数a(280)和光谱斜率S275~295随经度的变化 Fig. 4 Changes in the CDOM absorption coefficient a(280) and spectral slope S275~295 with longitude |
吸收光谱斜率S275~295反映了CDOM相对分子质量大小, 该值越大表示相对分子质量越小[22]. S275~295的变化范围为0.009 6~0.016 5 nm-1, 其空间变化与a(280)有所不同, 在河段M01~M08站位基本保持不变, 平均值为(0.010 0±0.000 3)nm-1; 进入郊区河段后, S275~295随着经度逐渐上升, 表明小分子组分比例增加; 而在河口区S275~295迅速增加(图 4).河口区S275~295与盐度显著相关(r=0.928, P＜0.01).这说明进入郊区后随着人为干扰减少, 大分子CDOM降解为小分子组分, 且海洋自生源的CDOM平均分子质量低于闽江下游陆源CDOM的平均分子质量, 从而增加河口区小分子CDOM的比例, 这与九龙江口等河口区的研究结果一致[23, 24].
河流CDOM的来源主要包括：植物和土壤淋溶、人为排放、自生源和颗粒物的解吸等; 河流CDOM的去除主要是微生物降解和光降解、以及颗粒物的吸附等.福州市的林草覆盖面积占8.76%, 远低于上游南平市(23.5%), 植物淋溶输入较少; 而建筑用地面积占16.11%, 大于南平市(8.13%)[25], 即下游水体受到的人为影响较大.水体进入市区后a(280)增加8%, 显示福州市区对闽江下游水体CDOM的贡献.这只是保守估计, 因为通过微生物降解实验和光降解实验发现, 闽江下游水体微生物降解率和光降解率很高.到郊区后, 由于人为污染输入较小, 在微生物和光照的作用下, CDOM含量开始降低.在河口区海水的混入稀释了水体CDOM含量, 导致CDOM快速下降, 到近海站位M17达到最低.下游河段水体类腐殖质和两类类蛋白质组分基本保持不变, 表明福州市区对闽江下游水体CDOM非荧光组分的贡献较大.
2.2 微生物降解和光降解过程中CDOM的变化 2.2.1 微生物降解图 5反映微生物降解实验中CDOM的吸收系数a(280)和3类荧光组分的变化.河段站位(M01~M11)CDOM的吸收系数a(280)在培养28 d后降低18%~41%[图 5(a)], 反映了CDOM在微生物的作用下发生降解, 平均降解率为(28±8)%.而在河口区, 培养28 d后a(280)并无明显变化, 平均降解率为1%[图 5(a)].河段站位的a(280)在培养期间呈现不断下降的趋势, 并在3~14 d的降解速率最大, 而河口站位(M17)在28 d内均无明显变化.这表明河段CDOM的生物可利用性高于河口区, 一方面可能是由于可降解组分在河段被降解去除, 另一方面可能是由于河口区CDOM的分子量普遍低于河段陆源CDOM, 而高分子量CDOM组分会优先被微生物降解[26].
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图 5 CDOM吸收系数a(280)与荧光组分的荧光强度在微生物降解实验中的变化 Fig. 5 Changes in the CDOM absorption coefficient a(280) and fluorescence intensities of fluorescent components in the microbial degradation experiment |
CDOM的3类荧光组分在培养过程中的变化与a(280)不尽相同.总体上类腐殖质在培养28 d后含量增加, 而两类类蛋白质组分在部分站位会发生降解[图 5(b)].这表明闽江下游-河口区CDOM在微生物的作用下会出现类腐殖质的累积.有研究表明DOM的微生物降解受分子量和有机组成影响, 糖类和类蛋白, 特别是高分子量的组分, 会优先被微生物降解, 而类腐殖质则会发生积聚[26].
2.2.2 光降解图 6给出了4个站位CDOM的吸收系数a(280)和荧光组分在光降解过程中的变化.河段站位(M01、M06和M10)的吸收系数a(280)随着辐照时间的增加呈现不断下降的趋势, 反映了水体CDOM在太阳辐射的作用下发生降解[图 6(a)], 平均降解率达到(44±7)%.通过一级降解动力学方程：ct=c0e-kt, 拟合得到3个站位a(280)的光化学降解动力学常数k分别为0.26、0.27和0.17 d-1, 而对照组(避光)在误差允许的范围内几乎没有变化, 充分证明了实验组a(280)的下降确是由太阳辐射引起的.河口站位(M17)随辐照时间的增加并无明显变化, 照射3 d后的降解率仅为4%, 远低于河段站位.河段3个站位是陆源淡水样品, 而河口M17站位盐度为31.15‰, 属于近海样品, 表明陆源CDOM的光反应活性高于海源CDOM, 这与长江口[27]、珠江口[28]以及九龙江口[29]的观测结果一致.陆源CDOM的芳香性高于海洋生态系统[2], 含有的大分子芳香性物质较多, 其光降解程度也更高.相较微生物降解, 闽江河段CDOM的3 d光降解率(44±7)%高于28 d微生物降解率(28±8)%.
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图 6 CDOM吸收系数a(280)和荧光组分的荧光强度随辐照时间的变化 Fig. 6 Changes in the CDOM absorption coefficient a(280) and fluorescence intensities of fluorescent components with irradiation time |
河段站位CDOM的3类荧光组分的光降解过程与a(280)类似, 随辐照时间增加而呈现降低的趋势[图 6(b)~6(d)].其中类腐殖质的降解尤为显著, 平均降解率达到了(75±0.5)%, 一级降解动力学常数分别是0.66, 0.58和0.67 d-1.而类酪氨酸的光降解程度最低, 平均降解率为(58±21)%, 光降解动力学常数分别是0.42, 0.15和0.49 d-1.类色氨酸平均降解率为(73±3)%, 降解动力学常数分别是0.49、0.56和0.65 d-1, 与类腐殖质的光化学降解程度相近.河口M17站位的3类荧光组分无法拟合一级动力学方程, 其中类腐殖质和类色氨酸的降解率分别为64%和55%, 而类酪氨酸在误差范围内无明显变化.同样地, 对照组的荧光组分在辐照实验过程中保持不变.这些研究结果表明, 闽江CDOM的荧光组分具有很高的光降解活性, 且类腐殖质与类色氨酸的活性高于类酪氨酸, 河段各组分的活性高于河口区, 光化学反应在闽江河-海界面DOM的生物地球化学中不可忽视.
3 结论(1) EEMs-PARAFAC识别出闽江下游-河口区CDOM的3类荧光组分：类腐殖质, 类酪氨酸和类色氨酸.类腐殖质是河段CDOM的主要荧光组分, 而在河口区类腐殖质和类色氨酸的荧光强度与盐度负相关, 类酪氨酸则随盐度的增加呈上升趋势, 并在近海站位(M17)高于类腐殖质.因此, 随着盐度的增加CDOM的荧光组分从以类腐殖质为主转变为以类蛋白质为主.
(2) 闽江下游-河口区CDOM的含量和化学组成呈现显著的空间变化. CDOM的吸收系数a(280)在流经福州市区后增加, 而在郊区河段开始下降, 并在河口区迅速下降, 其中福州市区对CDOM含量的贡献率为8%. CDOM吸收光谱斜率S275~295在河段基本保持不变, 而在河口区迅速增加, 说明CDOM的平均分子量随盐度升高而降低, 主要受控于海洋自生源和陆源有机质的混合、以及大分子组分在河段被降解为小分子组分.
(3) 河段CDOM的微生物降解活性和光降解活性均高于河口区CDOM.各荧光组分在微生物和光照的作用下, 存在显著差异：类腐殖质荧光强度经微生物培养后增加, 而在光降解后显著减少; 类酪氨酸和类色氨酸荧光强度经微生物培养后部分站位降低而部分站位升高, 光降解后显著减少.这说明在微生物作用下, 类腐殖质组分会发生累积; 而在光照作用下, 3类荧光组分均会减少.
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