2018, Vol. 39
2. 环境保护部华南环境科学研究所, 广州 510535;
3. 广东省海洋工程职业技术学校, 广州 510320;
4. 西安科技大学建筑与土木工程学院, 西安 710054
2. South China Institute of Environmental Science, Ministry of Environmental Protection, Guangzhou 510535, China;
3. Guangdong Province Vocational School of Oceanographic Engineering, Guangzhou 510320, China;
4. College of Architecture and Civil Engineering, Xi'an University of Science and Technology, Xi'an 710054, China
随着工农业的快速发展, 大量含氮废水排入湖泊、河流和海洋, 造成水体富营养化、有害藻华暴发和水体缺氧现象越来越严重[1].水资源中的氮污染已成为地区及全球范围内的环境污染问题[2, 3].水体中氮污染的消除主要是依靠水体的自净作用, 即水体中的微生物群落通过氮循环代谢把氮从水体中释放出去.因此, 研究水体中的氮循环微生物群落及其代谢途径, 对有效减少氮污染尤为重要.
典型的氮转化基本过程包括将铵(NH4+)氧化成亚硝酸盐(NO2-), 进而氧化成硝酸盐(NO3-), 最后NO3-被还原成氮气(N2)释放到大气中.其中, NH4+氧化过程通常是经好氧氨氧化细菌(AOB)在有氧环境下进行的[4].相较于有氧条件, 厌氧条件下的NH4+氧化处理具有成本低、能量利用率高等优点, 愈发受到研究者的重视.厌氧氨氧化(ANAMMOX)和厌氧铁氨氧化(ammonium oxidation coupling with iron reduction, Feammox)是厌氧条件下由两类不同微生物驱动的NH4+氧化过程. ANAMMOX是指厌氧环境下, 微生物以NO2-为电子受体, 将NH4+氧化为N2的过程[5].而厌氧铁氨氧化是一个新发现的途径, 它是在厌氧和富铁的条件下, 微生物以三价铁[Fe(Ⅲ)]为电子受体氧化NH4+, 同时将Fe(Ⅲ)还原成亚铁[Fe(Ⅱ)]的生物反应过程[6, 7].大量研究发现, 水稻土[8, 9]、砷污染土壤[10]、铀污染[11]或河岸带湿地土[12]、热带雨林土壤[13]、厌氧污泥[14]和深湖沉积物[15]中均普遍存在厌氧铁氨氧化反应.厌氧铁氨氧化在氮损失途径中发挥着重要作用. Li等[16]研究沉积物培养实验发现与厌氧铁氨氧化反应过程相关的氮损失量为11.5~18 t ·(km2 ·a)-1, 占无机氮外部输入量的3.1%~4.9%.类似地, Ding等[12]通过同位素示踪和高通量测序技术, 对比研究植被覆盖和没有植被覆盖的太湖河岸带氮素流失现象, 发现氮素流失与厌氧铁氨氧化反应有直接的关系, 预计氮损失量为23.7~43.9 kg ·(km2 ·a)-1.相对于厌氧铁氨氧化在自然界中的研究, 将其用于废水处理的研究则相对较少. Sawayama[17]建立以Fe(Ⅲ)-EDTA作为电子受体, 探讨厌氧铁氨氧化实现污水除氮的可能性, 并提出厌氧铁氨氧化生物反应可能会成为未来除氮工艺的研究方向.吴胤等[5]的研究基于厌氧铁氨氧化建立生物膜反应器的运行, 表明厌氧铁氨氧化反应可与反硝化结合进行废水脱氮.同样, 李海晖等[18]通过对三类污水氮的去除研究, 证实厌氧铁氨氧化可作为实际污水脱氮的潜在途径.本课题组前期研究发现厌氧铁氨氧化菌生长速度较慢, 细胞生成量较低[7].因此, 强化厌氧铁氨氧化过程的快速启动和提高氮去除效率, 对将其应用于废水脱氮工艺具有重要意义.
近年来, 磁性载体被广泛应用于各个领域.在细胞分离和酶固定化方面, 因载体独特的磁特性, 使得固定于载体的细菌可借助外部磁场作用快速与流化床反应器分离并回收[19].与游离细菌相比, 载体上固定的细菌可保持较高的细胞密度, 抵御外部不利条件(如pH、有毒有害环境等), 更适应多变的环境, 具备更强活性[20].壳聚糖是一种从虾蟹壳等废弃物中提取制得, 具有无毒、生物相容性等优异性能的高分子材料, 是固定酶和细胞的理想材料[21].壳聚糖独特的生物聚阳离子特性, 可与带负电荷厌氧微生物相互作用[22], 并促进微生物颗粒的形成[23].目前仅有少数研究者尝试将细菌固定到磁性壳聚糖载体中. Jing等[24]指出Fe3O4-壳聚糖球固定铁还原菌提高了Fe(Ⅲ)-EDTA还原效率, 降低了潜在的竞争性电子受体影响.相似地, Lin等[20]的研究表明磁性微球固定细菌(反硝化菌和铁还原菌)用于两级生物还原再生NOx洗涤液工艺, 大大提高细菌的生物还原能力.尽管如此, 利用磁性壳聚糖凝胶球(magnetic chitosan hydrogel beads, MCHBs)固定厌氧铁氨氧化菌的研究尚未见报道.
为此, 本研究通过“氢氧化钠(NaOH)共沉淀-溶胶-凝胶”法制备MCHBs作为固定厌氧铁氨氧化菌的磁性载体, 与游离细菌的去除效果进行比较, 并探讨初始NH4+-N浓度、pH值和温度对固定化细菌废水脱氮的影响, 以期为MCHBs固定厌氧铁氨氧化菌处理含氮废水应用提供理论基础.
1 材料与方法 1.1 菌液来源与实验废水本研究所采用的菌种是从粤北大宝山土壤中筛选分离、经液体培养基富集培养[25]所得, 通过对富集培养细菌群落16S rRNA V3-V4做高通量测序(Illumina HiSeq测序平台, 诺禾致源公司), 所得order水平上前10丰度细菌群落(图 1).由图 1可知, 厌氧铁氨氧化所属目Acidimicrobiales为整个细菌群落的第4优势菌落, 所占比例约为5.7%.处理的废水为人工模拟氨氮废水[26], 主要成分见表 1.
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图 1 Order水平上前10丰度细菌群落 Fig. 1 Top 10 constituents of the bacterial community |
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表 1 模拟氨氮废水的组成1) Table 1 Composition of simulated ammonium wastewater |
1.2 MCHBs的制备
通过“NaOH共沉淀-溶胶-凝胶”法制备MCHBs.取3.0 g壳聚糖(Chitosan, 相对分子质量为7×105~8×105, 脱乙酰度≥90%)溶于100 mL乙酸溶液(0.5%, 体积分数)制成壳聚糖溶液; 室温下加入1.892 g FeCl3 ·6H2O和0.696 g FeCl2 ·4H2O, 混合搅拌均匀得到均匀分散的壳聚糖铁盐水溶胶[图 2(a)], 其中Fe(Ⅲ) :Fe(Ⅱ)=2 :1;随即移至特制漏斗并逐滴滴入500 mL 1 mol ·L-1NaOH溶液中, 制得黑亮湿润的MCHBs[图 2(b)].制备3种不同粒径的MCHBs (1~2、2.5~3.5和4~5 mm), 随后继续搅拌2 h, 静置1 h, 过滤, 用高纯N2除氧的超纯水洗涤至中性.整个制备过程中, 持续通入高纯N2以保持厌氧条件.最后, -86℃真空冷冻干燥24 h得到干燥的MCHBs[图 2(c)], 厌氧贮存备用.
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图 2 MCHBs的制备 Fig. 2 Preparation of magnetic chitosan hydrogel beads |
MCHBs通过X射线衍射仪(X’ Pert Powder, 荷兰)和振动样品磁强计(SQUID-VSM, 美国Quantum Design)分析其物相和磁性特征, 比表面积使用全自动比表面及孔隙分析仪(TriStar Ⅱ 3020, 美国麦克)表征.
1.3 MCHBs固定细菌称取0.25 g MCHBs(经70%~75%乙醇灭菌)于100 mL血清瓶中, 加入50 mL细菌培养液[5]和5 mL厌氧铁氨氧化菌液后, 用硅胶塞与铝盖密封瓶口并充氮排氧, 在140 r ·min-1、25℃下振荡48h, 使细菌吸附在MCHBs表面, 随后利用磁铁收集并用无菌水洗涤3次, 即制得磁性壳聚糖凝胶球固定厌氧铁氨氧菌(magnetic chitosan hydrogel beads to immobilize Feammox bacteria, MCHBs-FB).通过扫描电镜(Quanta 400 FEG, 美国FEI)分析MCHBs-FB表面形貌特征.
1.4 游离细菌与MCHBs-FB对厌氧铁氨氧化氨氮去除的影响实验采用厌氧恒温培养, 实验运行装置为100 mL规格血清瓶, 硅胶塞与铝盖密封, 重复充氮排氧3次, 使溶液中溶解氧(DO)小于0.1mg ·L-1.经0.1 mol ·L-1HCl或NaOH调节pH值约4.50, 于气浴恒温振荡器(140 r ·min-1、25℃)中培养.
在4组已灭菌的100 mL血清瓶中各加入50 mL模拟氨氮废水(NH4+-N60.00mg ·L-1), 分别加入0.25g不同粒径MCHBs-FB和5 mL铁氨氧化菌液, 即为MCHBs-FB(1~2 mm)、MCHBs-FB(2.5~3.5 mm)、MCHBs-FB(4~5 mm)和游离细菌实验组.同时设置4组空白对照组, 一组未加入菌液和MCHBs, 即为CK对照组; 另外3组分别加入0.25 g不同粒径MCHBs, 即为MCHBs-CK(1~2 mm)、MCHBs-CK(2.5~3.5 mm)和MCHBs-CK(4~5 mm)对照组.反应前经高纯N2曝气去除水中DO.每一处理组设置3个平行样, 实验培养周期为16 d, 分别测定第0、1、2、3、4、6、8、10、12、14和16 d废水pH值并摇匀取样, 用于测定氮素和铁素.每次取1 mL样品, 用超纯水统一稀释至5 mL后, 根据各指标的标准曲线稀释适宜的倍数用于测定.
由以上实验得出效果较优的实验组, 按照上述实验步骤进行单因素实验, 根据表 2分别研究不同初始NH4+-N浓度、pH值和温度对氨氮去除效果的影响, 于第0 d和14 d在厌氧培养箱中取样, 防止Fe(Ⅱ)被氧化.
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表 2 MCHBs-FB去除废水中氨氮的影响因素1) Table 2 Influencing factors of ammoniumremoval in wastewater by MCHBs-Feammox bacteria |
1.5 测定方法
氮素测定见文献[27], NH4+-N测定采用纳氏试剂分光光度法; NO2--N测定采用N-(1-萘基)-乙二胺比色法; 采用紫外分光光度法测定NO3--N; NH4+-N、NO3--N和NO2--N三者总和为总氮(TN); Fe(Ⅱ)及总铁[Fe(tot)]测定采用菲啰啉法[28]; pH采用奥豪斯便携式pH计(STARTER-300)测定; DO采用奥豪斯便携式溶解氧仪(STARTER-300D)测定.
1.6 数据分析使用SPSS 18.0统计软件进行单因素方差分析并应用Duncan’s进行显著性检验.细菌群落数据解析由诺禾致源公司完成, 实验作图采用Origin 8.0软件及Microsoft Office Excel 2010软件.
2 结果与分析 2.1 凝胶球表征选取制备的1~2 mm MCHBs进行表征, 其BET比表面积为(28.82±0.47)m2 ·g-1. MCHBs的磁化曲线如图 3(a)、图 3(b)所示, 其饱和磁化强度约为29.46 emu ·g-1, 大于Jing等[24]和Donadel等[29]的研究结果.此外, 由图 3(b)可知本研究MCHBs剩磁和矫顽力都几乎为零, 表明其具超顺磁性, 可利用磁场分离回收.采用XRD进一步分析, 由图 3(c)可得, MCHBs衍射峰尖锐且分别在2θ为30.12°、35.49°、43.15°、53.48°、57.09°和62.64°(对应[220]、[311]、[400]、[422]、[511]和[440]晶面衍射)处出现, 符合Fe3O4标准图谱(PDF#89-2355), 表明其结晶度较好、纯度高且属于立方晶系.空白MCHBs[图 4(a)]与MCHBs-FB[图 4(b)]的SEM图片对比可知, 细菌能吸附在凝胶球的表面, 且吸附细菌的凝胶球表面会呈现轻微凹凸的褶皱, 进一步增大其比表面积.
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图 3 MCHBs的磁化曲线和X射线衍射图 Fig. 3 Magnetization curves and X-ray diffraction patterns of magnetic chitosan hydrogel beads |
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(a)空白MCHBs; (b)MCHBs-FB 图 4 MCHBs固定细菌前后的扫描电镜图 Fig. 4 SEM images of the magnetic chitosan hydrogel beadswith or without immobilized bacteria |
由图 5(a)可得, 空白对照组CK和MCHBs-CK(1~2、2.5~3.5和4~5 mm)的NH4+-N浓度在0~16 d内基本无变化, 并没有Fe(Ⅱ)生成[图 5(b)], 这表明MCHBs几乎不影响NH4+-N的氧化; 而游离细菌与MCHBs-FB(1~2、2.5~3.5和4~5 mm)实验组NH4+-N浓度呈明显下降趋势, 分别下降36.23%、53.62%、50.22%和47.13%, 第10 d时趋于稳定. 16 d时, MCHBs-FB(1~2、2.5~3.5和4~5 mm)的NH4+-N去除率较游离细菌分别提高了17.39%、13.99%和10.90%, 这说明MCHBs-FB能提高NH4+-N的去除效果, NH4+-N去除率平均提升约14.09%.相对应地, 图 5(b)中Fe(Ⅱ)浓度随着培养时间延长而上升.由DO监测指标可知体系为厌氧环境(DO < 0.1 mg ·L-1), 这证实此反应体系中的NH4+氧化是由Fe(Ⅲ)还原来实现的.
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图 5 游离细菌与MCHBs-FB对NH4+-N和Fe(Ⅱ)浓度的影响 Fig. 5 Effectsof free and MCHBs-Feammox bacteria on ammonium and iron (Ⅱ) content |
由图 6可知, 各实验组NH4+氧化速率与Fe(Ⅱ)产生速率呈现相同趋势.游离细菌的NH4+氧化速率和Fe(Ⅱ)产生速率最低, 分别为(1.35±0.06) g ·(m3 ·d)-1和(10.52±0.22) g ·(m3 ·d)-1; 相反, MCHBs-FB相比于游离细菌均显著提高(P < 0.05), 平均增幅为42.96%和20.75%, 其中1~2 mm MCHBs-FB的NH4+氧化速率和Fe(Ⅱ)产生速率最高, 分别为(2.05±0.03) g ·(m3 ·d)-1和(13.02±0.39) g ·(m3 ·d)-1.与Manju等[30]和Lertsutthiwong等[31]的研究结果一致, 硝化细菌固定在小尺寸的载体上具有最高的亚硝酸盐去除效率.对比各MCHBs-FB速率发现, 1~2 mm与2.5~3.5 mm MCHBs-FB之间差异不显著(P>0.05), 均与4~5 mm MCHBs-FB具有显著性差异(P < 0.05), 表明1~2 mm MCHBs-FB去除NH4+-N效果较好, 这可能与较小尺寸载体具有较大比表面积, 能提供细菌更大代谢空间且传质阻力较小有关.
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不同实验组中不同字母表示有显著性差异(P < 0.05) 图 6 游离细菌与MCHBs-FB对NH4+-N氧化和Fe(Ⅱ)产生速率的影响 Fig. 6 Effectsof free and MCHBs-Feammox bacteria on ammonium oxidation and iron (Ⅱ) production rate |
由图 7可知, 培养14 d后游离细菌和MCHBs-FB(1~2 mm)的NH4+-N去除率随着初始NH4+-N浓度升高均呈现先增加后递减的趋势.当NH4+-N初始浓度为30、60、120、240和300 mg ·L-1时, MCHBs-FB(1~2 mm)的NH4+-N去除率分别达18.33%、52.65%、15.82%、4.38%和0.56%, 去除量分别为5.59、32.15、19.22、10.51和1.69 mg ·L-1; 而游离细菌NH4+-N去除率分别达14.5%、36.71%、6.75%、1.02%和0.12%, 去除量分别为4.48、22.30、8.12、2.45和0.36 mg ·L-1. MCHBs-FB(1~2 mm)NH4+-N去除率明显高于游离细菌, 增幅为0.44%~15.94%.其中反应的最佳初始NH4+-N浓度为60.00 mg ·L-1, 表明细菌经固定后能有效地去除NH4+-N, 并在最适NH4+-N浓度下达到较高的去除率.
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图 7 初始NH4+-N浓度对游离细菌和MCHBs-FB氨氮去除的影响 Fig. 7 Effect of initial concentrations of NH4+-N on ammonium removal by free and MCHBs-Feammox bacteria |
由图 8(a)可得, 不同初始pH(3.00、4.50、5.00、6.00、7.00、8.00)条件下培养14 d后, MCHBs-FB(1~2 mm)的NH4+-N去除率分别达18.16%、58.30%、48.32%、45.16%、25.79%和11.04%, 去除量分别为10.99、35.23、29.17、27.33、15.45和6.68 mg ·L-1, 最终pH分别是5.24、5.68、5.75、5.77、5.94和6.19;游离细菌NH4+-N去除率分别达2.58%、34.23%、32.56%、19.50%、9.15%和0.51%, 去除量分别为1.56、20.88、19.70、11.74、5.48和0.31 mg ·L-1, 最终pH分别是5.22、6.35、6.48、6.57、7.25和8.24.其中, 对于游离细菌和MCHBs-FB(1~2 mm)而言, 最佳pH均为4.50, 但MCHBs-FB(1~2 mm)的NH4+-N去除率相比于游离细菌有较大的提高.此外, MCHBs-FB(1~2 mm)最终pH值波动较小, 为5.24~6.19, 而游离细菌则相反, 波动范围为5.22~8.24.
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图 8 pH和温度分别对游离细菌和MCHBs-FB氨氮去除影响 Fig. 8 Effect of pH and temperature on ammonium removal by free and MCHBs-Feammoxbacteria, respectively |
由图 8(b)可得, 不同温度(15、20、25、30和40℃)条件下培养14 d后, MCHBs-FB(1~2 mm)的NH4+-N去除率分别达21.69%、40.48%、55.14%、32.70%和8.09%, 去除量分别为13.01、24.47、33.13、20.06和4.95 mg ·L-1; 而游离细菌NH4+-N去除率分别达8.89%、34.65%、39.34%、16.35%和1.41%, 去除量分别为5.39、20.91、23.66、9.93和0.85 mg ·L-1.两者比较可知, MCHBs-FB(1~2 mm)比游离细菌NH4+-N去除率均明显增加, 平均增幅为11.49%, 且于25℃时达最高.由此可见, 细菌经固定后其反应最佳温度不变, 且较大提高NH4+-N的去除效果.
2.3 MCHBs-FB(1~2 mm)氨氮去除过程中氮素和铁素变化由图 9(a)可知, 0~16 d, NH4+-N浓度不断下降, 由初始的60.85mg ·L-1降至约28.22 mg ·L-1, 最终NH4+-N氧化率为53.62%.同时NO3--N浓度随时间递增而呈稳定上升趋势, 高达27.78mg ·L-1, 并且伴随Fe(Ⅱ)生成.由DO监测指标可知体系为厌氧环境(DO < 0.1 mg ·L-1), 可排除好氧氨氧化反应产生NO3--N的可能, 同时伴随Fe(Ⅲ)还原现象发生, 因此认为NH4+-N氧化主要产物NO3--N是由NH4+氧化与Fe(Ⅲ)还原反应生成, 即厌氧铁氨氧化反应的发生.反应过程中还有少量NO2--N积累, 范围是0~0.53 mg ·L-1, 分别于第0~3 d和第8~12 d时上升至阶段高点后缓慢下降, 相反NO3--N浓度则一直增加, 这与Park等[32]的研究结果相似.本研究还发现, 16 d内TN稍有降低, 根据元素守恒定律, 推测损失的部分氮有可能被氧化成N2[33], 转化量约4.60mg ·L-1.
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实验设置: NH4+-N=60.00mg ·L-1, pH=4.50, 25℃ 图 9 氨氮去除过程中氮素和铁素变化 Fig. 9 Nitrogen and iron transformation in ammonium removal |
由图 9(b)可得, 溶液中Fe(Ⅱ)浓度随反应时间增加而快速升高, Fe(Ⅲ)浓度与Fe(Ⅱ)浓度变化呈相反趋势, 而Fe(tot)浓度则稍有降低. 0~10 d, 溶液中Fe(Ⅲ)浓度从初始的300.48mg ·L-1降至58.56 mg ·L-1, Fe(Ⅱ)浓度从初始的0.58mg ·L-1升至225.41mg ·L-1, 同时伴随NH4+-N浓度持续下降和NO3--N浓度不断上升, 说明厌氧铁氨氧化反应生成了Fe(Ⅱ)和NO3--N. 10~16 d, Fe(Ⅱ)浓度呈缓慢下降趋势, Fe(Ⅲ)浓度则相反, 这可能是Fe(Ⅱ)和Fe(Ⅲ)相互转化而引起的.此外, 体系pH随反应时间延长而缓慢升高, 16 d时pH为5.76±0.18.
2.4 厌氧铁氨氧化反应各指标间的相关性分析由表 3可知, 恒温培养实验中各实验组的NH4+-N浓度与NO3--N浓度呈显著负相关(r=-0.989, P < 0.01), Fe(Ⅱ)浓度与NO3--N浓度和Fe(Ⅲ)浓度分别呈显著正相关(r=0.979, P < 0.01)和显著负相关(r=-0.997, P < 0.01), 即随着NH4+-N和Fe(Ⅲ)浓度不断下降, NO3--N和Fe(Ⅱ)浓度相应地提高, 说明NH4+-N氧化的主要产物为NO3--N, 也证明存在厌氧铁氨氧化反应[9]; 此外, NH4+-N浓度与Fe(Ⅲ)浓度呈显著正相关(r=0.982, P < 0.01), 而与Fe(Ⅱ)浓度呈显著负相关(r=-0.980, P < 0.01), 这进一步说明Fe(Ⅲ)的存在能促进厌氧铁氨氧化反应[34], 对NH4+-N的去除有显著效果. pH与NH4+-N、Fe(Ⅲ)浓度均呈极显著负相关(P < 0.01), 反应前后pH的升高说明该反应过程为消耗H+的过程.
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表 3 厌氧铁氨氧化反应中各指标间相关性分析1) Table 3 Correlation analyses of each index in Feammox reaction |
3 讨论
厌氧铁氨氧化的研究尚在起步阶段.大量研究指出[16, 17, 25], 厌氧铁氨氧化为厌氧型细菌, 生长缓慢, 其氧化NH4+-N的效率不高.如何有效提高厌氧铁氨氧化的反应效率, 是本研究以及未来研究的方向和重点.
大量研究表明[35, 36], 将细菌固定于天然或合成材料并应用于废水处理, 会使其反应过程快速启动并提高目标物的去除率.本研究中, 与游离细菌相比, MCHBs-FB处理氨氮废水能显著提高NH4+-N去除率和NH4+氧化速率, 分别提高14.09%和(0.70±0.03) g ·(m3 ·d)-1, 与Wang等[37]的研究结果一致, 将Klebsiella sp. FD-3固定于磁性多孔微球中, 用于处理NOx洗涤液, Fe(Ⅲ)EDTA还原率大幅度提高.同样, Lertsutthiwong等[31]的研究将亚硝酸盐细菌固定在壳聚糖表面处理水产养殖废水, 表明固定细菌对过量亚硝酸盐具有高去除潜力.相似地, 有研究表明[38]将固定化小球(海藻酸钠固定Klebsiella sp. FC61)用于固定化异养铵去除(IHAR)系统, 可大幅度提高NH4+-N去除率与Fe(Ⅲ)还原率, 分别达73.93%和44.61%.因此, MCHBs-FB对废水氨氮去除效果比游离细菌要好, 这可能是在相同生物量水平条件下, 固定在载体中的细菌密度较高而导致的结果[39], 同时细菌吸附固定在MCHBs表面具有较低的传质阻力, 而且壳聚糖在细菌固定和代谢活动过程中可提供良好的存活环境[24].
废水氨氮去除过程中, 微生物活动与NH4+-N浓度紧密相关, 中低NH4+-N浓度有利于厌氧铁氨氧化反应的进行[5].本研究MCHBs-FB(1~2 mm)与游离细菌NH4+-N去除率随初始NH4+-N浓度增大呈先上升后下降趋势, 且在NH4+-N浓度为60.00mg ·L-1时达最大去除率, 这可能是NH4+-N浓度影响细菌活性进而影响厌氧铁氨氧化效率[18]. Su等[38]进一步研究发现, 适当提高进水NH4+-N浓度可提高脱NH4+和还原Fe(Ⅲ)的能力, 增加微生物丰度.相反, 高NH4+-N浓度(>240.00 mg ·L-1)下, MCHBs-FB(1~2 mm)与游离细菌的NH4+-N去除率较低, 可能是细菌生长代谢活动受废水中高游离氨的抑制[40], 也可能与起始底物浓度较大而导致反应速率降低有关.本研究在高NH4+-N浓度时, MCHBs-FB(1~2 mm)代谢能力仍然稍强于游离细菌, 原因可能是细菌受到的抑制作用相对减少.
已有研究指出[41], 铁还原菌Fe(Ⅲ)还原过程中, 相关的铁还原酶(如苹果酸、异柠檬酸等脱氢酶)和酶促反应的稳定性均与反应温度和pH有关.本研究不同温度和pH可能影响与反应相关酶的活性, 从而间接影响NH4+-N去除效果.不同温度和pH下, MCHBs-FB(1~2 mm)对NH4+-N去除率均比游离细菌高, 且趋势一致, 可能与MCHBs载体具有一定保护作用, 增强细菌对不利环境的抗性, 从而提高酶的催化活性和稳定性有关[39].同样, Bayramoǧlu等[42]的研究证实被固定后的细菌可在较恶劣环境下存活, 相对游离细菌稳定性增强, 且经重复利用后活性损失较少, 这也表明固定化方法可能减少细菌直接接触有害物质, 维持细胞内环境相对稳定.本研究还发现, 14 d后溶液pH值均上升, 而MCHBs-FB(1~2 mm)的pH值(5.24~6.19)较游离细菌(5.22~8.24)稳定, 表明细菌被载体固定后可在较宽pH范围内维持其活性[37].酸性环境下, 壳聚糖骨架上—NH2易与H+结合而质子化, 即从C2-NH2转变成C2-NH3+[22], 而本研究MCHBs固定厌氧铁氨氧化菌时(溶液pH为4.50~5.00), 壳聚糖骨架上的—NH2已被质子化. pH上升时, 壳聚糖—NH2质子化程度减弱, 释放出H+[43]; 与此同时, Fe(Ⅲ)与—NH2和—OH可能会发生共价配位[44, 45]而脱去质子, 进一步使pH上升较慢.因而, 可推测MCHBs-FB(1~2 mm)比游离细菌的活性要高.
有研究发现厌氧铁氨氧化反应可生成NO3-、N2或NO2-[13]. Luther等[46]的研究发现低pH有利于厌氧铁氨氧化反应的进行, 且进一步研究指出当产物为NO3-时, 其pH＜6.8.本研究中, MCHBs-FB(1~2 mm)厌氧铁氨氧化反应NH4+-N氧化主要产物为NO3-, 并有少量NO2-和N2生成, 与Li等[47]的研究结果相一致, 添加Fe(Ⅲ)厌氧驯化污泥, 结果发现有大量NO3-和少量NO2-生成, 经FISH和PCR-DGGE技术证实厌氧铁氨氧化菌的富集.同样地, Park等[32]研究柠檬酸铁驱动猪场废水厌氧污泥厌氧铁氨氧化过程中, NO3-含量不断累积.相反, Clément等[6]研究土壤泥浆培养时, 发现厌氧条件下还原Fe(Ⅲ)的同时NH4+-N被氧化成NO2-, 而Ding等[34]则用15N-同位素示踪法证明厌氧铁氨氧化反应产物为N2, 其中有一个氮元素来源于NH4+, qPCR进一步分析发现细菌丰度与N2产生量呈显著正相关(P < 0.01).因此, 不同研究的厌氧铁氨氧化产物不一定相同, 可能与实验条件控制的差异有关[13].
自然界中, 铁氧化还原与氮的平衡密切相关, 其中厌氧环境下, Fe(Ⅲ)可作为电子受体耦联NH4+氧化进行生物反应, 从而参与氮/铁循环过程[48].本研究结果显示, 0~10 d Fe(Ⅱ)浓度逐渐上升, Fe(Ⅲ)浓度却不断下降; 10 d后, Fe(Ⅱ)浓度呈稍微下降趋势, 而Fe(Ⅲ)浓度上升.由氮元素(NH4+-N和TN)的动态变化可推测, 可能是因为厌氧铁氨氧化反应产生的NO3-不断积累, 从而促进NO3-依赖型Fe(Ⅱ)氧化(10Fe2++2NO3-+24H2O→10Fe(OH)3+N2+18H+, ΔrGm=-75.9 kJ ·mol-1), 即厌氧环境下以NO3-为电子受体耦合Fe(Ⅱ)氧化的生物反应[49].这与Picardal等[50]和Klueglein等[51]的研究结果相似, Fe(Ⅱ)可被NO3-氧化成Fe(Ⅲ), 并可能导致Fe(Ⅱ)和Fe(Ⅲ)相互转化而形成Fe(Ⅱ) 
目前, 厌氧铁氨氧化菌转化NH4+-N的速率相对较低.本研究通过微生物固定化技术提高了NH4+-N氧化速率, 后续研究仍需进一步优化提高其反应速率, 例如通过基因工程技术改造培养厌氧铁氨氧化工程细菌等.此技术的能耗计算、成本优化也是下一步研究的内容之一.另一方面, 厌氧铁氨氧化研究最终的产物为硝态氮, 而NH4+-N只有转变成N2才能达到脱氮的目的.本文为厌氧铁氨氧化的基础研究, 为厌氧铁氨氧化的后续研究及实际应用提供数据参考.在下一步的研究中, 可以考虑将厌氧铁氨氧化与厌氧氨氧化结合, 或者与反硝化结合, 构建全脱氮的生物反应器.而在厌氧铁氨氧化的最终应用上, 可以考虑将其作为独立的氨氧化处理工艺, 置于传统硝化-反硝化脱氮处理工艺的前段, 成为废水处理中氨氮氧化的步骤, 作为好氧氨氧化处理工艺的补充; 还可以取代传统的硝化反应, 与反硝化结合在全厌氧条件下实现联合废水脱氮.
4 结论(1) 采用“NaOH共沉淀-溶胶-凝胶法”制备MCHBs吸附固定厌氧铁氨氧化菌.与游离厌氧铁氨氧化菌相比, 固定后的厌氧铁氨氧化菌表现出更高的厌氧铁氨氧化能力, 其中1~2 mm粒径固定化菌凝胶球的NH4+-N氧化效果较显著(P < 0.05).
(2) 固定后的厌氧铁氨氧化菌对NH4+-N浓度、温度和pH变化具有较好的耐受性, 反应的稳定性增强.初始NH4+-N浓度60.00mg ·L-1、温度25℃和pH 4.50时, 16 d时MCHBs-FB(1~2 mm)对NH4+-N去除率高达53.62%.
(3) 固定厌氧铁氨氧化菌氨氮去除过程中, NH4+-N氧化主要产物为NO3-, 最大生成量为27.78 mg ·L-1, 并有少量NO2-与N2生成.由氮素与铁素变化可知, 厌氧铁氨氧化反应同时耦联NO3-依赖型Fe(Ⅱ)氧化反应, 说明氮的去除可能与铁循环有关, 且厌氧铁氨氧化反应对废水氨氮去除起关键作用.
致谢: 感谢国家环境保护城市生态环境模拟与保护重点实验室对本研究的支持, 吴胤、刘德玲、汪元南等对实验及论文修改方面提供帮助, 在此一并致谢！| [1] | Yang X Y, Liu Q, Fu G T, et al. Spatiotemporal patterns and source attribution of nitrogen load in a river basin with complex pollution sources[J]. Water Research, 2016, 94: 187-199. DOI:10.1016/j.watres.2016.02.040 |
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