2018, Vol. 39
2. 北京城市排水集团有限责任公司科技研发中心, 北京 100124
, ZHANG Li-fang1 , ZHANG Shu-jun2 , GAO Yong-qing2 , WANG Shi-jie1 , FAN Xiao-yan1 , PAN Kai-ling1
2. Research and Development Center of Beijing Drainage Group Co., Ltd., Beijing 100124, China
好氧颗粒污泥(aerobic granular sludge, AGS)是生物膜的一种特殊形式.已有研究者在实验室规模的序批式反应器(sequencing batch reactor, SBR)中证实了AGS用于处理各类废水的可行性[1]; 除此之外, 研究者也对AGS的物理化学特性、影响AGS形成的环境因素、操作条件以及形成机制[2~5]展开了广泛的探究.有文献表明, 好氧污泥颗粒化是微生物自凝聚的一个过程[2]. AGS作为一种微生物聚集体, 研究其微生物特性具有重要的意义.
有研究者利用传统的分子生物学技术研究了AGS的细菌群落特征. Chen等[6]在一个连续流完全混合活性污泥系统中培养AGS, 利用变性梯度凝胶电泳(denaturing gradient gel electrophoresis, DGGE)分析了AGS的细菌群落特性.结果表明, 变形菌门(Proteobacteria)、拟杆菌门(Bacteroidetes)和厚壁菌门(Firmicutes)是AGS的主要的门. Zhu等[7]利用DGGE研究了AGS中的细菌群落, 结果表明β-变形菌纲(β-Proteobacteria), Flavobacteriales和Planctomycetales是AGS的优势微生物. Gonzalez-Gil等[8]利用克隆测序手段, 研究了不同碳源对AGS中细菌群落的影响, 结果表明, 动胶杆菌属(Zoogloea)是丙酸盐培养的AGS的优势种属, 而经乙酸盐培养的AGS的优势种属为发硫菌属(Thiothrix).但是, 这些传统的分子生物学技术由于成本高、通量低等局限性, 不能全面地反映AGS的微生物群落组成.
相比于传统的分子生物学技术, 高通量测序技术由于通量大、精确度高以及成本低等优点, 近年来被用于研究污水处理系统中微生物的多样性及群落结构[9].但是, 采用高通量测序技术考察AGS的细菌群落特征的研究很少.前人利用焦磷酸测序技术, 研究了反硝化除磷AGS形成过程中的微生物群落的演变.结果表明, 微生物多样性随着AGS的形成而增加[10].有研究利用焦磷酸测序技术, 考察了短程硝化AGS形成过程中的微生物多样性变化和群落组成.结果表明, 微生物多样性随AGS形成减少, 且发现亚硝化单胞菌属(Nitrosomonas)是短程硝化AGS中氨氧化细菌的主要种属[11]. Wang等[12]利用焦磷酸测序技术研究了C/N比对AGS的微生物群落的影响.结果表明, C/N比明显影响了AGS的微生物群落.尽管这些研究利用高通量测序技术考察了AGS的细菌群落组成或者AGS形成过程中微生物群落变化.但是, 还没有利用高通量测序技术研究两次AGS形成过程中微生物群落变化的差异.
本研究利用SBR反应器培养AGS.经30 d的培养后实现污泥颗粒化, 但在第60 d发生了AGS破碎现象, 经过15 d的培养, 反应器再次实现了污泥颗粒化, 并且AGS经过培养趋于成熟.本研究分析了两次污泥颗粒化过程中胞外聚合物(extracellular polymeric substances, EPS)的含量变化, 并用Illumina MiSeq PE300高通量测序技术和实时定量聚合酶链式反应(quantitative polymerase chain reaction, qPCR)研究了两次污泥颗粒化过程中细菌多样性和丰度的动态变化, 揭示有利于AGS形成的优势种属.
1 材料与方法 1.1 实验装置和运行条件实验所用SBR总体积为85 L, 高120 cm, 直径30 cm, 有效容积为75 L, 排水比1/2.实验所用接种污泥来自北京市某污水处理厂的曝气池, 接种后混合液污泥浓度(mixed liquor suspended solids, MLSS)为5 300 mg·L-1. SBR每天运行4个周期, 每个周期包括进水(10 min)、厌氧搅拌(120 min)、曝气(150 min)、沉淀(5~15 min)、排水(5 min)和闲置(60~70 min)这6个阶段.进水阶段, 生活污水以及乙酸钠和丙酸钠的混合碳源通过蠕动泵泵入反应器, 反应器进水混合均匀后, COD、NH4+-N、NO2-N、NO3--N和TP的平均浓度分别为(300.0±10.3)、(50.0±1.4)、(0.1±0.0)、(1.2±0.2)和(7.8±0.5)mg·L-1.厌氧阶段通过机械搅拌桨搅拌均匀.曝气阶段, 通过空气压缩机输入空气, 利用转子流量计控制溶解氧为4~5 mg·L-1.沉淀时间根据污泥的沉淀性能进行调整.反应器培养第0~30 d内, 平均温度为(25±2)℃.培养第30~60 d内, 由于环境温度的降低, 平均温度为(15±3)℃.本实验在第60 d时, 向反应器中加入加热棒, 培养第60~110 d内反应器温度控制在(25±2)℃.本实验共培养110 d.
1.2 分析方法COD、NH4+-N、NO2--N、NO3--N、TP和MLSS等常规指标均采用国家标准方法测定[13]. pH值利用pH计(SenTix® 940-3, WTW, Germany)进行测定, DO利用WTW Multi 3420便携分析仪(FDO® 925, WTW, Germany)进行测定.污泥形态利用Olympus BX51/52光学显微镜(BX51, OLYMPUS, Tokyo, Japan)观察.污泥粒径利用Microtrac S3500激光粒度仪(Microtrac Inc, USA)测定.采用阳离子树脂交换方法提取EPS[14]; 采用考马斯亮蓝法[15]测定胞外蛋白(extracellular protein, PN); 采用苯酚-硫酸法[16]测定胞外多糖(extracellular polysaccharides, PS).
1.3 样品点选取由于本实验AGS在培养过程中发生破碎现象, 后经培养, 再次形成AGS并且趋于成熟.本实验共实现两次污泥颗粒化过程.为了研究两次污泥颗粒化过程中微生物群落变化的异同, 揭示AGS形成的微生物学机制.本实验共选8个样品, 包括：种泥、第一次形成AGS(第30 d样品)、AGS明显增长(第45 d样品)、AGS破碎(第60 d样品)、第二次形成AGS(第75 d样品)、AGS明显增长(第90 d样品)、AGS粒径进一步变大(第100 d样品)和AGS变成熟(第110 d样品).样品经真空冻干后, 存储于-20℃用于基因组DNA的提取.
1.4 DNA提取和Illumina MiSeq高通量测序样品的DNA根据FastDNA® SPIN kit DNA提取试剂盒(Qiagen, CA, USA)提供的标准步骤进行提取.采用Nanodrop-1000(Thermo Fisher Scientific, USA)测定其浓度和质量.提取的DNA样品首先利用ABI GeneAmp® 9700 PCR仪进行扩增.扩增区域为细菌16S rRNA V3-V4区, 所用引物为338F(5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3′)和806R(5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′).扩增条件如下：95℃ 3 min; 27个循环包括：95℃ 30 s, 55℃ 30 s和72℃ 45 s, 最终72℃延伸10 min.扩增后产物经电泳跑胶以及利用AxyPrepTM DNA Gel Extraction Kit(Axygen Biosciences)纯化后, 产物送至美吉生物(上海)医药科技有限公司进行测序, 测序平台为Illumina MiSeq PE300(Illumina, USA).
测序得到的原始数据首先经筛选去除低质量的序列, 后利用USEARCH软件去除嵌合体得到有效序列, 经均一化处理后得到的序列用于后续分析.利用Quantitative Insights Into Microbial Ecology(QIIME)[17]软件划分操作分类单元(OTUs), 相似度设定为97%.得到的代表性序列利用Silva数据库进行生物信息分析.
1.5 硝化微生物的定量分析为了比较两次污泥颗粒化过程中硝化菌变化的异同, 本研究利用Stratagene Mx3005P Thermocycler(Agilent Technologies, USA)分别对氨氧化古菌(ammonia oxidizing archaea, AOA)和氨氧化细菌(ammonia oxidizing bacteria, AOB)以及亚硝酸盐氧化菌(nitrite oxidizing bacteria, NOB)进行定量, 所用引物分别为GenAOAF(5′-ATAGAGCCTCAAGTAG GAAAGTTCTA-3′)、GenAOAR(5′-CCAAGCGGCC ATCCAGCTGTATGTCC-3′)[18]、CTO189f [该引物是由CTO189fA/B(5′-GGAGRAAAGCAGGGGATCG-3′)与CTO189fC(5′-GGAGGAAAGTAGGGGATCG-3′)以2:1的比例混合而成]、CTO654r(5′-CTAGCYTTGTAGTTTCAAACGC-3′)[19]、Nsr1113F(5′-CCTGCTTTCAGTTGCTACCG-3′)和Nsr1264R(5′-GTTTGCAGCGCTTTGTACCG-3′)[20].标准曲线是通过梯度稀释携带目的基因的质粒得到, 标准曲线和样品均做3平行, 并设置阴性对照(无菌水作为模板). 20 μL反应体系包括10 μL GoTaq® qPCR Master Mix(Promega, USA), 0.4 μL正反向引物(10 μmol·L-1), 7.2 μL无菌水和2 μL DNA模板.反应程序为95℃ 5 min, 35个循环包括95℃ 30 s, 退火30 s和72℃ 45 s, 最终72℃延伸7 min. AOA和AOB以及NOB的退火温度分别为55℃、57℃和65℃.反应扩增效率分别为90.0%、97.6%和102.0%.相关系数(R2)分别为0.999、0.998以及0.996.
2 结果与讨论 2.1 AGS的形成过程和化学特性图 1分别为AGS培养过程中显微镜拍摄图、粒径分布图以及EPS含量变化.从图 1(a)和1(b)可看出, 种泥经30 d培养后形成AGS, 平均粒径为328 μm.培养至第45 d时, AGS粒径变大, 但是AGS变得疏松.培养至第60 d时, AGS破碎, 平均粒径仅为147 μm.在培养至第75 d时, AGS再次出现, 并且在培养至第90 d时, AGS占主要比例.培养至第100 d时, AGS粒径进一步变大, 并且趋于成熟, 培养至第110 d时, AGS的平均粒径为500 μm.显微镜照相以及粒径分布分析表明在本实验培养AGS过程中, 实现了两次污泥颗粒化过程.
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(a)显微镜观察; (b)粒径分布; (c)EPS含量变化 图 1 AGS培养过程中外观形态以及特性变化 Fig. 1 Variation in morphology and characteristics during the AGS formation process |
AGS在培养了60 d时发生破碎现象, 可能是受水温降低的影响. AGS的形成被认为受进水成分、有机负荷和水力剪切力等很多因素的影响[21~23].温度也被认为是AGS培养过程中的一个重要因素, 由于温度会影响EPS的变化和许多微生物的生理特性[24].大多数研究者在室温(20~25℃)培养AGS.有研究者在低温(8℃)条件下培养AGS, 经26 d培养, 形成的颗粒外形不规则, 内部为中空结构[25].本实验中, 在AGS培养的第30~60 d时, 由于环境温度的降低, 反应器的温度由(25±2)℃降低为(15±3)℃, 因此温度的改变可能是导致AGS不稳定甚至破碎的原因.
另外, 温度的变化也影响了反应器的出水水质. AGS培养第1~30 d, COD、NH4+-N、TN和TP在出水中的平均浓度分别为(38.2±8.0)、(0.5±0.3)、(27.5±4.3)和(3.1±1.0) mg·L-1. AGS培养第30~60 d, NH4+-N、TN和TP的去除受到明显的影响, 出水中平均浓度分别为(15.4±4.5)、(40.4±7.3)和(3.9±0.7) mg·L-1. AGS培养第60~110 d, NH4+-N、TN和TP的去除性能逐渐恢复.在AGS成熟阶段, NH4+-N、TN和TP在出水中的平均浓度分别为(0.3±0.2)、(12.4±3.5)和(0.8±0.2) mg·L-1.
EPS作为代谢产物的重要组成部分, 可以促进微生物凝聚. EPS主要是由PN以及PS组成.由图 1(c)可见, 种泥的PN和PS含量分别为17.10 mg·g-1和27.30 mg·g-1.当AGS初步形成(种泥培养至第30 d), PN和PS含量分别增长至47.80 mg·g-1和74.51 mg·g-1.但是当AGS破碎时(第45~60 d), PN和PS含量均减少.随着AGS的再次形成(第60~75 d), AGS的PN和PS含量逐渐增加, 并且随着AGS粒径的变大, PN和PS含量保持稳定.结果表明, 在两次污泥颗粒化过程中, AGS的PN和PS含量均增加. PN作为一种高分子聚合物, 有利于AGS的形成和结构稳定[26], PS在AGS形成过程中起着重要作用[27].在本研究中, PN和PS含量的增加, 可能促进了AGS的形成.
2.2 硝化微生物丰度的动态变化图 2为AGS培养过程中硝化微生物丰度的动态变化.在整个培养过程中, 8个样品的AOA amoA基因的丰度为(1.40×106±9.82×104)~(1.72×107±3.80×106)copies·g-1. AOB 16S rRNA基因的丰度为(8.46×108±2.72×107)~(6.06×109±7.65×108)copies·g-1. NOB 16S rRNA基因的丰度为(1.66×109±1.83×108)~(2.09×1010±1.59×109)copies·g-1.
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图 2 AGS培养过程中AOA、AOB以及NOB定量结果 Fig. 2 Abundance of AOA, AOB, and NOB during the AGS formation process |
在第一次污泥颗粒化过程(种泥培养至第30 d)中, AOA amoA基因丰度增加, 而AOB 16S rRNA基因丰度减少.有文献指出, 由于洗除作用, 随着AGS的初步形成, AOB的丰度随之减少[28], 与本研究结果一致.而AOA的增加可能是由于AGS特殊的椭圆形状, 提供了AGS内部溶解氧梯度变化环境, AOA在低氧条件下更易生存[29], AGS内部的低氧环境可能更有利于AOA的生存. NOB在这个过程中, 丰度基本不变.
AGS培养第45 d时, AOA的丰度减少, AOB和NOB的丰度增加.从图 1(a)中可看出, 第45 d的AGS变得疏松, 可能增加了AGS内部的溶解氧, 从而导致AOA丰度减少, AOB和NOB的丰度增加. AGS破碎过程(第45~60 d)中, AOA和AOB的丰度基本不变, NOB的丰度减少.污泥形态的变化可能影响了NOB的丰度.
在第二次污泥颗粒化过程(第60~75 d)中, AOA、AOB和NOB的丰度基本没有变化.在AGS成熟过程(第90~110 d)中, AOA的丰度略有增加, AOB的丰度呈下降趋势, NOB的丰度基本不变. AGS培养过程对NOB的丰度影响较小. AGS培养第100 d时, 有新的絮状污泥产生, 絮状污泥更易接触水中的溶解氧, 这可能使得第100 d AGS中AOB的丰度较第90 d有所增加.
在本研究中, AOA在第一次污泥颗粒化过程中以及AGS成熟过程中丰度增加, AOB虽然在第一次颗粒化过程中丰度降低, 但是在整个培养过程中, 一直维持很高的丰度, 且一直高于AOA; AOA和AOB可能共同参与了AGS的氨氧化作用.
2.3 AGS形成过程中微生物群落多样性的动态变化在本研究中, 每个样品产生了52 349~64 407条原始序列, 经均一化处理后, 每个样品产生50 458条有效序列用于后续分析.每个样品的OTUs数目及多样性指数见表 1. 8个样品的OTUs数目为1 864~2 536, 覆盖率均大于0.98, 说明测序深度可以覆盖样品中绝大多数的细菌信息.在两次AGS形成过程中, 香农指数均降低.在第一次颗粒化过程中(种泥培养至第30 d), 香农指数略微降低, 从8.74减少为8.52.在第二次颗粒化过程中(第60~75 d), 香农指数明显降低, 从8.69减少为8.28.此外, 在颗粒成熟的过程中, 香农指数也明显下降, 从8.14减少为7.73.结果表明, 随着AGS的形成, 微生物多样性减少.
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表 1 细菌群落α多样性 Table 1 The α-diversity indices of the bacterial community |
已有研究表明, 相比于种泥, AGS会有更低的多样性[28].在本实验中随着AGS形成以及变大, 污泥沉淀性能变好, 沉淀时间也随之缩短.缩短沉淀时间不仅有利于AGS的形成, 并且会洗除出一部分松散不稳定的絮状污泥, 这种选择作用可能会导致在AGS形成过程中, 微生物多样性降低.
8个样品的主成分分析(principal component analysis, PCA)见图 3. PCA的两个轴的解释度分别为69.24%和13.73%.由结果可看出, 第45 d样品和第60 d样品(破碎污泥)聚在一起, 表明在AGS破碎过程中, 细菌群落未发生明显变化.种泥和第30 d样品(第一次颗粒化过程)分布较远, 第60 d和第75 d样品(第二次颗粒化过程)也分布较远, 说明在两次污泥颗粒化过程中, 微生物群落发生明显变化.第90 d样品、第100 d样品以及第110 d样品聚在一起, 说明AGS形成后, 随着AGS变成熟, 微生物群落变化不明显.
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图 3 污泥颗粒化过程中细菌群落的动态变化 Fig. 3 Dynamic variation of bacterial communities during the sludge granulation process |
在本研究中, 8个样品共得到47个门, 646个属. 图 4描述了污泥颗粒化过程中门水平细菌的动态变化.如图 4所示, 8个样品所包含的主要门为：变形菌门(Proteobacteria)、拟杆菌门(Bacteroidetes)、绿弯菌门(Chloroflexi)、放线菌门(Actinobacteria)、硝化螺旋菌门(Nitrospirae)和厚壁菌门(Firmicutes), 占8个样品所有序列数的89.70%.
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图 4 污泥颗粒化过程中门水平的细菌相对丰度 Fig. 4 Relative abundances of bacteria at the phylum level during the sludge granulation process |
在第一次污泥颗粒化过程中(种泥培养至第30 d), 变形菌门(Proteobacteria)的相对丰度增加了12.29%.拟杆菌门(Bacteroidetes)相对丰度基本没有变化.绿弯菌门(Chloroflexi)、放线菌门(Actinobacteria)和硝化螺旋菌门(Nitrospirae)的相对丰度都减少.厚壁菌门(Firmicutes)的相对丰度略微增加.
AGS培养第45 d时, 变形菌门(Proteobacteria)和放线菌门(Actinobacteria)的相对丰度分别减少了10.41%和4.82%.拟杆菌门(Bacteroidetes)和绿弯菌门(Chloroflexi)的相对丰度分别增加了6.35%和4.47%.硝化螺旋菌门(Nitrospirae)和厚壁菌门(Firmicutes)的相对丰度基本没有变化. AGS破碎过程中(第45~60 d), 变形菌门(Proteobacteria)的相对丰度增加了5.83%, 其它主要的门的相对丰度没有发生明显变化.
在第二次污泥颗粒化过程(第60~75 d)中, 变形菌门(Proteobacteria)的相对丰度增加了5.90%.在AGS成熟过程(第90~110 d), 变形菌门(Proteobacteria)仍然在AGS中占较高比例, 相对丰度为45.56%~53.07%.
由于变形菌门(Proteobacteria)在两次污泥颗粒化过程中, 相对丰度均增加, 因此某些属于变形菌门(Proteobacteria)的细菌可能和活性污泥的颗粒化相关[30].拟杆菌门(Bacteroidetes)在两次污泥颗粒化过程中相对丰度基本没有变化, 但是相对于种泥, 其在成熟AGS中占较高比例.在其他研究中, 拟杆菌门(Bacteroidetes)在成熟AGS中占很高比例[31], 与本研究一致.放线菌门(Actinobacteria)是丝状革兰氏阳性菌, 对絮状污泥的初始凝聚具有重要作用[32].以上结果表明, 某些属于变形菌门(Proteobacteria)的细菌可能有利于AGS的形成.
活性污泥的初步颗粒化和细菌选择相关[33].因此, 研究活性污泥颗粒化过程中种属的动态变化很有必要.本文挑选出主要门水平下的属(在8个样品中相对丰度都小于1%的属在图中没有显示), 用于后续分析. 图 5描述了两次污泥颗粒化过程中(种泥培养至第30 d和第60~75 d)主要属的相对丰度变化情况.从中可知, Candidatus Competibacter、Candidatus Accumulibacter、Dechloromonas、Defluviicoccus和弓形杆菌属(Arcobacter)在两次污泥颗粒化过程中相对丰度都明显增加, 这些属都属于变形菌门(Proteobacteria).
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第一次颗粒化过程丰度变化值为第30 d样品在属水平的相对丰度减去种泥的相对丰度; 第二次颗粒化过程丰度变化值为第75 d样品在属水平的相对丰度减去第60 d样品的相对丰度 图 5 两次污泥颗粒化过程中细菌相对丰度变化 Fig. 5 Relative abundance variations during two sludge granulation processes |
Ca. Competibacter和Ca. Accumulibacter的相对丰度变化最明显, 增加了3.29%~9.54%.这些属可能和活性污泥的颗粒化有密切关系. Ca. Competibacter和Ca. Accumulibacter分别属于聚糖菌和聚磷菌, 这两个属在去除磷的过程中竞争碳源. Ca. Competibacter在厌氧条件下将挥发性脂肪酸转化成聚羟基脂肪酸, 随后在好氧条件下可以将聚羟基脂肪酸氧化成二氧化碳或转化成糖原. Seviour等[30]发现在一个Ca. Competibacter被富集的AGS反应器中, 一种胶状PS被合成并增加, 并且随着这种PS含量的增加, 导致EPS含量增加, 引起AGS的粒径增大.有研究表明, 随着活性絮状污泥转化成AGS, EPS含量增加[4], EPS含量的增加会加速AGS的形成[34].在本研究中, 由种泥初步形成AGS(种泥培养第30 d)以及二次颗粒化(第60~75 d)过程, EPS的总量均增加[图 1(c)], 伴随着Ca. Competibacter相对丰度的明显增加, 并且在成熟AGS中也维持很高的相对丰度, 说明Ca. Competibacter的富集可能有利于活性污泥形成AGS. Ca. Accumulibacter在两次污泥颗粒化过程中相对丰度也增加明显, 但是在成熟AGS中占有很小的比例.有文献表明, 在一定温度范围(20~30℃)时, Ca. Competibacter相对于Ca. Accumulibacter更占优势[35].在本研究中, 在AGS成熟阶段, 反应器温度为(25±2)℃, 这可能导致Ca. Accumulibacter在成熟AGS中失去生长优势, 占较小比例.以上结果表明, 属于变形菌门(Proteobacteria)的Ca. Competibacter的富集可能有利于AGS的形成.
硝化螺菌属(Nitrospira)、亚硝化单胞菌属(Nitrosomonas)、Haliangium和Candidatus Microthrix的相对丰度在两次污泥颗粒化过程中都明显减少, 亚硝化单胞菌属(Nitrosomonas)的高通量测序结果和qPCR结果一致.动胶杆菌属(Zoogloea)、陶厄氏菌属(Thauera)、OM27 clade和Plasticicumulans在由种泥初步变为AGS过程中相对丰度明显增加, 由破碎污泥再次聚集为AGS过程中相对丰度反而减少, 这些属的变化情况可能是由于种泥和破碎污泥间不同的生物特性导致, 和活性污泥的颗粒化没有密切关系.
陶厄氏菌属(Thauera)的一个菌株Thauera sp. MZ1T被证明可以产生PS并且可以促进细胞的絮凝[36], 然而, 陶厄氏菌属(Thauera)的其他菌株并未被发现能够产生PS.本文陶厄氏菌属(Thauera)约94.77%~98.04%的序列同属于一个OTU, 经NCBI 16S rRNA细菌/古菌数据库比对, 此OTU属于Thauera aminoaromatica strain S2(NR_027211.1, 相似度99%), 并且其他序列也不属于Thauera sp. MZ1T.因此本研究的陶厄氏菌属(Thauera)和活性污泥的颗粒化没有密切关系.动胶杆菌属(Zoogloea)在许多其他颗粒化研究中被检测到, 但是并未证明其在颗粒化过程中是否起到关键作用[37].
图 6(a)比较了种泥主要属的相对丰度值和第60 d样品(破碎污泥)主要属的相对丰度值, 以揭示种泥和破碎污泥两个样品在属水平的微生物群落结构差异. 图 6(b)描述了破碎过程中主要属相对丰度的变化情况, 以揭示破碎过程中颗粒污泥的微生物群落结构变化情况.和种泥相比, 动胶杆菌属(Zoogloea)在破碎污泥(第60 d样品)中相对丰度更高, 高达6.70%.除此之外, 陶厄氏菌属(Thauera)、Haliangium、Byssovorax、Arenimonas和Flavobacterium在种泥和破碎污泥两个样品中相对丰度差异均明显[图 6(a)].种泥和破碎污泥间主要属差异明显, 其原因可能是因为破碎污泥是由AGS破碎形成, 在破碎过程中一些属的相对丰度并未明显变化[图 6(b)], 并且PCA分析(图 3)也表明第45 d样品和第60 d样品(破碎污泥)间的微生物群落组成相似, 而种泥和AGS的微生物群落组成有明显的差异, 因此, 种泥和第60 d破碎污泥的主要属的组成差异明显.
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图中AGS破碎过程相对丰度变化值为第60 d样品的相对丰度减去第45 d样品的相对丰度 图 6 种泥和第60 d样品的主要属的相对丰度比较以及破碎过程中主要属的相对丰度变化 Fig. 6 Comparison of the relative abundance of dominant genera between seed sludge and the sample on day 60 and variations in relative abundance for dominant genera during the process of AGS disintegration |
(1) 在本实验培养AGS过程中, 实现了两次污泥颗粒化过程, 并且在此过程中AGS的PN和PS含量均增加, PN和PS含量的增加, 可能促进了AGS的形成.
(2) AOA在第一次污泥颗粒化过程中以及AGS成熟过程丰度增加, AOB虽然在第一次颗粒化过程中丰度降低, 但是在整个培养过程中, 一直维持很高的丰度, 且一直高于AOA; AOA和AOB可能共同参与了AGS的氨氧化作用.
(3) 在两次污泥颗粒化过程中, AGS的微生物多样性均降低, 部分微生物被洗除, 细菌群落组成发生明显变化.变形菌门(Proteobacteria)的相对丰度在两次污泥颗粒化过程中均明显增加, 并且属于变形菌门的Ca. Competibacter被富集, 其可能有利于AGS的形成.
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