2018, Vol. 39
土壤是陆生植物赖以生存的基础, 土壤微生物在土壤生态系统中扮演着重要角色[1], 它们不但对土壤养分在源和汇之间的转化起着重要推动和调控作用, 还对土壤矿物质分解、养分循环、团粒结构的形成和理化性质的改善方面起着重要作用[2].此外, 因土壤微生物对土壤生态环境的变化响应灵敏, 还被公认是土壤生态系统变化的预警及敏感指标之一[3].从农业生产的角度考虑, 通过对土壤微生物多样性、群落结构、种类组成及其时空分布特征探索, 进而描述生物多样性与生态系统功能之间的关系, 有助于解释土壤恢复力和抗性之间的关系[4].细菌作为微生物中含量最多、丰富度最高的类群[5], 在土壤生态过程中有着不可或缺的地位.在陆生系统中, 细菌利用生产者提供的有机物质和代谢物作为营养来源, 分解为简单的无机物, 同时这些无机物又是生产者的营养来源.土壤中细菌多样性变化会影响土壤生态过程, 例如养分循环等[6].此外, 土壤中细菌多样性变化还会受自然和人为因素的影响, 例如植被、土壤养分、土地利用方式等[7, 8].高通量测序作为第二代测序方法, 由于无需构建克隆, 耗时少, 通量高, 能够准确全面地反映土壤微生物群落分布特征等优势, 已经逐渐取代传统的测序方法[9, 10].
自1999年启动退耕还林还草工程以来, 黄土高原受侵蚀土体剖面的构型渐趋完整, 土壤酸碱度、容重减小, 饱和含水率、毛管孔隙度、有机质、全氮等增大, 水土流失程度和强度大大减弱, 土壤的抗冲蚀能力大大提高[11, 12].宁南山区作为黄土高原典型区域, 属于黄土丘陵区, 气候干燥, 水土流失严重, 通过退耕还林还草政策, 已使该区域成为黄土高原植被恢复成效显著的地区之一[13].近年来有许多研究者运用BIOLOG平板分析法[14]、T-RFLP方法[15]、CLPPs和PLFA[16]方法分析了不同土地利用方式下土壤细菌群落多样性, 发现退耕改变了土壤微生物种群数量和群落结构.而土壤微生物对其地上植被变化的响应, 尤其是土壤细菌群落结构与组成的变化依然不明确.为此, 本研究通过高通量测序技术, 用MiSeq测序平台进行16S rRNA基因序列分析不同土地利用类型的土壤中细菌的群落结构和多样性, 明确宁南山区在推行退耕还林还草工程之后的土壤细菌分布特征, 以期为丰富细菌群落结构和多样性理论以及揭示植被恢复的生态环境效应提供理论依据.
1 材料与方法 1.1 研究区概况实验区域选在宁夏回族自治区固原市原州区东南部河川乡上黄村, 地处黄土高原西部宽谷丘陵区, 地理坐标为35°59′~36°03′N, 106°26′~106°30′E, 地势南高北低, 海拔1 534.3~1 822 m, 属泾河水系支流小川河的中游.该区气候属于暖温带半干旱中温带气候区, 年均气温7.1℃, 年均降水量420 mm, 干燥度1.5~2.0, 雨季从7月开始持续到10月, 8月的降雨占降水总量的24%, 多年平均蒸发量1 400 mm, 无霜期140 d; 土壤以由黄土母质发育的淡黑垆土和黄绵土为主.自固原市实施退耕还林还草政策以来, 截至2004年完成退耕还草任务26.4×104hm2, 完成退耕还林任务16.6×104 hm2, 目前宁南山区主要植被类型有人工灌木林(主要有柠条、山桃、山杏等)、天然草地(长芒草、阿尔泰狗娃花、茭蒿、百里香等)、人工草地(苜蓿)和农地(主要有小麦、玉米、荞麦).
1.2 样品采集在宁夏固原原州区上黄村选定的柠条(Caragana intermedia, CI)地、天然草(Stipa bungeana, SB)地为退耕还林还草的处理, 玉米(corn, CO)农地作为实验对照, 在每个样地中设置3个样方(20 m×20 m)作为野外重复, 样地基本信息见表 1.于植物生长旺盛的7月在每个样方中按照“S”布点法采集0~20 cm土样混合, 混合后的土壤样品用灭菌的锡箔纸取部分保存在液氮罐中送回实验之后保存在-80℃冰箱中用于提取DNA; 另外的土样用塑封袋带回实验室, 一部分保存在4℃冰箱中, 另一部分风干处理用于土壤理化性质的测定.
|
表 1 样地植被与地理信息概况 Table 1 Status of vegetation and geographical information |
1.3 土壤基本特性分析
土壤全氮、硝态氮、铵态氮、有机质、微生物量碳、可溶性碳、含水率和pH按照文献[17]中的标准方法进行分析测定.
1.4 土壤DNA的提取、PCR扩增和荧光定量土壤DNA的提取使用上海美吉公司提供的DNA试剂盒(Omega Bio-tek, Inc, Doravilla, GA, USA)利用1%琼脂糖凝胶电泳进行基因组DNA的检测抽提.参照电泳初步定量的结果, 使用Promega公司的QuantiFluorTM-ST蓝色荧光系统对PCR产物进行定量检测, 之后根据每个样本的测序量要求进行相应比例的混合.利用磁珠纯化后的PCR产物对目的片段(16S rRNA V3~V4)进行检测.采用上海美吉生物公司提供的MiSeq测序平台, 利用细菌的特异性引物(338F_806R)进行16S rRNA基因扩增, 使用AXYGEN公司的AxyPrepDNA凝胶回收试剂盒切胶回收PCR产物, Tris-HCl洗脱; 2%琼脂糖电泳检测.下机的原始数据去接头、去污染、去低质量, 筛选得到可信数据, 根据索引号对比至各个样品.
1.5 数据处理 1.5.1 基本数据处理所有数据经过Excel 2016处理, 利用SPSS 20.0进行单因素方差分析(One-Way ANOVA)和最小显著差异法(LSD)进行多重比较, 比较不同植被类型间土壤性质以及细菌群落组成的差异.各个指标之间采用Pearson相关系数法进行相关性分析.土壤因子与细菌种群分布特征之间的关系利用Canono 5.0进行冗余分析(RDA), 研究土壤理化性质对细菌种群分布的影响.
1.5.2 测序数据的处理与分析(1) 序列的优化及去杂
高通量测序过程中通常会出现一些点突变和高分子均聚物等测序错误, 随着测序长度的增加造成序列末端的质量降低, 为了得到更高质量及更精准的生物信息分析结果, 则应对有效序列进行去杂和修剪得到优化数据.使用软件Trimmomatic、FLSAH对数据进行去杂.
(2) OTU聚类
OTU(operational taxonomic units)是在系统发生学或群体遗传学研究中, 为了便于进行分析, 人为给某一个分类单元(品系, 属, 种、分组等)设置的同一标志.要了解一个样本测序结果中的菌属、菌种等数目信息, 就需要对序列进行归类操作(cluster).通过归类操作, 将序列按照彼此的相似性可划分成许多小组, 一个小组就是一个OTU.可根据不同的相似度水平对所有的序列进行OTU划分, 通常在97%的相似水平下的OTU进行生物信息统计分析.软件平台：Usearch(vsesion 7.1 http://drive5.com/com/uparse/)
(3) 分类学分析
为了得到每个OTU对应的物种分类信息, 采用RDP classifier贝叶斯算法对97%相似水平的OTU代表序列进行分类学分析, 并分别在各个分类水平：门(phylum)、纲(class)、目(order)、科(family)、属(genus)、种(species)统计各样本的群落组成.比对数据库如下：Silva(Release119, http://www.arb-silva.de); RDP(Release 11.1, http://rdp.cme.msu.edu/); Greesbene(Release 13.5, http://greesbenes.secondgenome.com/).
(4) 多样性指数分析
群落生态学中研究微生物多样性, 通过单样本的多样性分析(α多样性)可以反映微生物群落的丰度和多样性, 包括一系列统计学分析指数估计环境群落的物种丰度和多样性.
计算菌群丰度(community richness)的指数如下：
Chao指数：是用Chao1算法估计群落中含OTU数目的指数, Chao1在生态学中常用来估计物种总数, 由Chao最早提出.
Ace指数：用来估计群落中含有OTU数目的指数, 由Chao提出, 是生态学中估计物种总数的常用指数之一, 与Chao1的算法不同.
计算菌群多样性(community diversity)的指数如下.
Simpson指数：用来估算样品中微生物的多样性指数之一, 由Simpson提出, 在生态学中常用来定量地描述一个区域的生物多样性, Simpson指数值越大, 说明群落多样性越低.
Shannon：用来估算样品中微生物的多样性指数之一.它与Simpson多样性指数均为常用来反映α多样性的指数, Shannon值越大, 说明群落多样性越高.
测序深度指数如下：
Coverage：是指各样品文库的覆盖率, 其数值越高, 则样本中序列没有被测出的概率越低.该指数反映了本次测序结果是否代表样本的真实情况.
对OTU列表中获得的分类信息与丰度进行整理, 在门和纲分类水平下对各样品进行物种丰度统计及冗余分析(RDA), 可得到样品中群落组成结构、相似性以及群落结构与环境因子的关系.其中冗余分析图是一种基于对应发展的排序方法, 将对应分析与多元回归分析相结合, 每一步计算均与环境因子进行回归, 又称多元直接梯度分析, 可反映群落组成与环境因子之间的关系.
2 结果与分析 2.1 3种土地利用方式类型下土壤理化性质的特征3种土地利用方式下土壤的基本理化性质如表 2所示.可以看出, 3种土壤均为中性偏弱碱性, pH值在7.41~7.73之间变动(P < 0.05);土壤全氮含量变化范围为0.97~1.17g·kg-1, 3种利用类型之间差异不显著; 土壤铵态氮和硝态氮含量都表现为CI地显著大于CO(P < 0.05);虽然SB的土壤铵态氮和硝态氮含量均大于CO, 但差异不显著; 土壤有机质含量为CO显著小于CI、SB(P < 0.05).含水率为9.58%~12.45%, CO>CI>SB, 差异显著(P < 0.05);土壤碳氮比变化范围为6.19~15.40, SB显著大于CI和CO(P < 0.05), CI大于CO, 但差异不显著.微生物量碳与可溶性碳表现出相同的变化趋势, 天然草地显著大于柠条地和玉米地, 柠条地也高于玉米地, 但差异不显著.
|
|
表 2 不同土地利用类型下土壤的基本特性1) Table 2 Basic characteristics of soil under different land use types |
2.2 3种利用类型下土壤细菌α多样性的特征
3种土壤中获得质控后序列数分别为41 024、30 275、34 173条, 共检测到细菌的29个门, 76个纲, 135个目, 250个科, 375个属, 682个种.如表 3所示, 所有样品的平均覆盖率为99%, 在3%分类水平下, 宁南山区不同土地利用类型下Ace、Chao数量有所差异. CO的Chao指数和Ace指数显著大于CI、SB(P < 0.05), SB大于CI; CI的Shannon指数大于CO, Simpson指数小于CI, SB的Shannon指数和Simpson指数均小于CO, 但差异不显著(Shannon指数与细菌的α多样性正相关, Simpson指数与细菌的α多样性负相关); OTU数目为1 333~1 454, 大小顺序为CO>CI>SB.在3种利用类型中, 柠条的Shannon指数最大, Simpson指数最小, 柠条林地土壤细菌的α多样性最高.
|
|
表 3 不同土地利用类型下土壤细菌序列统计及多样性指数 Table 3 Sequence statistics and diversity indexes of soil bacteria under different land use types |
2.3 3种利用类型下土壤细菌的群落组成特征
如图 1(a)、1(b)所示, 通过MiSeq高通量测序发现3种土地利用类型下土壤中检测到的主要门有：变形菌门(Proteobacteria)、放线菌门(Actinobacteria)、酸杆菌门(Acidobacteria)、绿弯菌门(Chloroflexi)、芽单胞菌门(Gemmatimonadetes)、厚壁菌门(Firmicutes)、拟杆菌门(Bacteroidetes)、硝化螺旋菌门(Nitrospirae)等8个门.其中, 前6个门在土壤中占主导地位, 约占到所有细菌的89%~95%.根据图 1(a)、1(b)可知, 柠条地的Actinobacteria相对丰度显著大于玉米地(P < 0.05), Firmicutes、Baceroidetes的相对丰度变化范围显著小于玉米地(P < 0.05);柠条地与玉米地Proteobacteria、Acidobacteria、Chloroflexi、Gemmatimonadetes和Nitrospirae的相对丰度差异不显著.天然草地Actinobacteria和Acidobacteria的相对丰度变化范围显著大于玉米地(P < 0.05), Proteobacteria、Firmicutes、Baceroidetes和Nitrospirae的相对丰度变化范围显著小于玉米地(P < 0.05);天然草地与玉米地Chloroflexi、Gemmatimonadetes的相对丰度差异不显著.
|
不同字母表示不同土地利用类型间差异显著 图 1 3种样地门和纲分类水平下的细菌群落组成 Fig. 1 Composition of the bacterial community at the phylum level and class level |
如图 1(c)、1(d)所示, 通过MiSeq高通量测序发现3种不同土地利用类型下土壤中检测到的主要纲有：α-变形菌纲(α-Proteobacteria)、放线菌纲(Actinobacteria)、酸杆菌纲(Acidobacteria)、β-变形菌纲(β-Proteobacteria)、嗜热油菌纲(Thermoleophilia)、芽单胞菌纲(Gemmatimonadetes)、杆菌纲(Bacilli)和δ-变形菌纲(δ-Proteobacteria)等8个.根据图 1(c)、1(d)可知, 柠条地α-proteobacteria、Actinobacteria和Thermoleophilia的相对丰度显著大于玉米地(P < 0.05), Bacilli的相对丰度显著小于玉米地(P < 0.05);玉米地与柠条地Acidobacteria、β-proteobacteria、Gemmatimonadetes和δ-Proteobacteria的相对丰度差异不显著.天然草地Acidobacteria和Thermoleophilia的相对丰度显著大于玉米地(P < 0.05), α-Proteobacteria、Actinobacteria、β-Proteobacteria、Bacilli和δ-Proteobacteria的相对丰度显著小于玉米地(P < 0.05);天然草地和玉米地Gemmatimonadetes差异不显著.
2.4 环境因素对微生物群落的影响为了探讨土壤环境对微生物群落组成的影响, 本文通过将土壤理化性质分别与纲和属分类水平下细菌的群落组成关系进行冗余分析, 分析结果如图 2所示.有机质的射线较长, 表明其对细菌群落组成影响较大, 而pH值的射线较短, 说明其对细菌群落组成影响较小; 从图 2(a)基于纲水平下土壤细菌种群分布与环境因子的冗余分析可以看出, 柠条地的优势菌纲α-Proteobacteria和Actinobacteria与pH值、NO3--N和NH4+-N正相关, 与OM、MBC和DOC负相关; 天然草地的优势菌纲Acidobacteria与OM、MBC和DOC正相关, 与pH值、NO3--N、NH4+-N、SW、TN负相关; 玉米地的优势菌纲Bacilli与SW和TN正相关, 与NH4+-N、OM、MBC和DOC负相关.从图 2(b)中基于属水平下土壤细菌种群分布与环境因子的冗余分析可以看出, 柠条地的优势菌属RB41_norank和天然草地的优势菌属Subgroup_6_norank均与OM、MBC和DOC正相关, 与SW和TN负相关; 玉米地的优势菌属Bacillus与pH值、NO3--N、SW和TN正相关, 与OM、MBC和DOC负相关.可见, 环境因素对于不同土地利用类型下的优势细菌纲和属影响有所不同.
|
其中a、b、c、d、e、f、g、h、i、j、k、l、m、n、o、p、q、r、s、t、u、v、w、x、y分别表示: Bacillus、RB41_norank、Subgroup_6_norank、Gemmatimonadaceae_unculture、 Nitrosomonadaceae_uncultured、Gaiellales_norank、Acidimicrobiales_norank、Roseiflexus、Gaiella、Xanthobacteraceae_uncultured、Anaerolineaceae_uncultured、0319-6M6_norank、MB-A2-108_norank、Solirubrobacter、JG34-KF-361_norank、Rubrobacter、288-2_norank、Pseudomonas、JG30-KF-CM45_norank、Oceanobacillus、TakashiAC-B11_norank、0319-6A21_norank、TK10_norank、Mycobacterium、Haliangium 图 2 基于纲和属水平下土壤细菌种群分布和环境因子的冗余分析 Fig. 2 Redundancy analysis (RDA) based on the soil bacteria community at the class and genus levels and the environmental factors of the soil |
大量研究表明, 退耕还林、退耕还草和农耕等不同土地利用方式会改变土壤细菌的群落多样性[18], 通过植被恢复促进土壤形成团聚体, 从而提高土壤的稳定性, 在植被恢复的生态环境效应方面起着重要作用[19~21].而土壤细菌的生长主要受土壤的理化性质与环境因子的影响[22].不同土地利用方式因其管理措施的不同, 对土壤理化性质的影响存在很大差别, 对土壤细菌群落结构的影响也不同[18, 23].土壤微生物多样性指数表示生物群落中的物种多寡, 数值愈大表示物种越丰富; 优势度指数越大, 生物群落内的优势种越突出, 生物种群丰富和多样性指数高是生态环境健康稳定的重要表现[24].根据表 3可知CI的Shannon指数大于CO, Simpson指数小于CO, SB的Shannon指数和Simpson指数均小于CO, 说明在实施退耕还林还草工程后, 人工林地, 柠条的土壤微生物多样性指数大于天然草地与玉米地, 这与蔡进军等[25]的研究结果相一致, 可能是因为柠条地的凋落物与根系分泌物的分解促进了细菌对养分的吸收、利用和转化, 为细菌的生长提供丰富的碳源和氮源[26], 创造了良好的生长环境, 促进土壤细菌群落生长, 可以看出在实行退耕还林与还草这两种措施下, 退耕还林更有利于保持土壤细菌多样性, 更有助于群落组成, 这与秦红等[15]关于三峡库区消落带耕地与林地的研究不同, 可能是因为大部分土壤优势菌群是好氧菌, 但消落带是一个水淹-干旱的特殊生境, 会对该区域无论耕地抑或林地形成厌氧环境, 威胁大部分土壤细菌的生存, 而本研究区域年降水量仅420 mm, 降雨不足以形成厌氧环境, 并且林地人为干扰较耕地少, 大量枯落物堆积不仅为细菌的生长提供所需的养分, 还为细菌的稳定生长提供了一个良好的生境[27], 因此通过实验分析可知林地的细菌多样性显著大于耕地, 说明通过退耕还林措施能有效地改善土壤细菌的群落单一, 多样性差的状况.研究结果表明, 细菌的优势菌门有Proteobacteria、Actinobacteria、Acidobacteria、Chloroflexi、Gemmatimonadetes、Firmicutes, 虽然不同土地利用方式之间土壤细菌群落物种组成相似, 但土壤细菌门、纲、种的相对丰度不同, 可能是因为植物类型不同以及其向土壤提供的营养物质的形式与含量存在差异[25, 28, 29].
3.2 土壤细菌的多样性和群落组成与土壤理化性质的关系随土壤肥力及环境状况的不同, 土壤微生物种群数量也会存在不同程度的差别.有研究表明, 不同土地利用类型之间土壤有机碳、全氮等养分含量不同, 土壤优势细菌门、纲的相对丰富度也不同, 说明土壤营养元素含量的变化导致了土壤细菌的组成及群落结构的变化[30, 31].有研究表明, 土壤细菌群落的多样性和丰富度随有机质含量和全氮含量的变化而变化[32], 通过图 3可知, 有机质与全氮的射线较长, 对土壤细菌的影响最大, 因此本研究结果与该结论相一致.通过表 2可知, 本研究区域的土壤pH在7.41~7.73之间, Proteobacteria是最主要的优势菌门, 与刘洋等[22]的研究结果相一致, 其结果表示, Proteobacteria为碱性土壤中主要优势菌群, 在本研究优势菌Proteobacteria门中, α-Proteobacteria是最主要的亚门, 其次是β-Proteobacteria, 然后是δ-Proteobacteria, 与Zhang等[33]的研究结果不一致, 在其研究结果中, β-Proteobacteria是Proteobacteria门中丰富度最高的亚门, 这可能是因为所选取的研究区域不一样, 其土壤结构、含水率等环境因素差异较大, 土壤细菌的群落组成也就不一样, 优势菌主要亚门也就不相同.从图 1中可知, 柠条地优势菌纲是α-Proteobacteria, 天然草地的优势菌纲是Acidobacteria, 玉米地的优势菌纲是Bacilli, 通过RDA分析发现, α-Proteobacteria主要受pH值、铵态氮和硝态氮的影响, Acidobacteria与土壤有机质、微生物量碳和可溶性碳显著正相关, Bacilli与水分和全氮呈显著正相关关系, 同时由表 2知柠条地的pH值、硝态氮和铵态氮含量显著大于玉米地(P < 0.05), 天然草地的有机质、微生物量碳和可溶性碳含量也显著大于玉米地(P < 0.05), 说明通过退耕还林与还草明显改善了土壤的理化性质, 改变了土壤细菌的群落组成.此外, 本研究通过RDA分析可知全氮与有机质呈现显著负相关, 这与戴雅婷等[34]、Qu等[35]的研究结果不一致, 可能是因为玉米地施用大量的氮肥, 导致环境的C/N降低, 细菌为维持自身正常的新陈代谢活动, 大量利用土壤中现存有机质, 导致土壤中全氮与有机质呈显著负相关[36, 37], 以致于耕地优势菌受影响的主要环境因子是全氮.由于耕地的环境状况不稳定, 关于其对于细菌多样性特征与群落组成的影响还需进一步研究.此外, 施用氮肥还可改变土壤环境状况, 以致于在聚类图 2中, 退耕还林的群落组成与耕地类似.本研究表明有机质与全氮是该研究区域影响土壤细菌群落组成与多样性特征的主要理化性质因素, 通过退耕还林与还草工程明显地改善了土壤肥力和环境状况, 改变了土壤细菌群落组成.
4 结论(1) Miseq高通量测序在宁南山区3种利用类型土壤样品中共检测到细菌29门、76纲、135目、250科、375属、682种, 主要的优势菌门为变形菌门(Proteobacteria)、放线菌门(Actinobacteria)、酸杆菌门(Acidobacteria)、绿弯菌门(Chloroflexi)、芽单胞菌门(Gemmatimonadetes)、厚壁菌门(Firmicutes); 主要的优势菌纲为α-变形菌纲(α-Proteobacteria)、放线菌纲(Actinobacteria)、酸杆菌纲(Acidobacteria)、β-变形菌纲(β-Proteobacteria)、嗜热油菌纲(Thermoleophilia)、芽单胞菌纲(Gemmatimonadetes)、杆菌纲(Bacilli)、δ-变形菌纲(δ-Proteobacteria).与耕地相比, 林地的优势菌主要是变形菌门(Proteobacteria)和放线菌门(Actinobacteria), 草地的是放线菌门(Actinobacteria)和酸杆菌门(Acidobacteria).
(2) 柠条地的土壤微生物多样性大于天然草地与玉米地, 说明退耕还林能促进土壤细菌的多样性.
(3) 不同细菌群落受环境因子影响有所不同, 根据RDA分析, 土壤有机质和全氮是影响本研究区域细菌群落分布的最主要因素, 通过退耕还林还草工程使土壤的pH值、有机质和含水率等理化性质发生了改变, 使柠条地土壤中优势菌Proteobacteria和Actinobacteria、天然草地土壤中优势菌Actinobacteria和Acidobacteria的相对丰富度得到了显著提高.
| [1] |
纳小凡, 郑国琦, 彭励, 等. 不同种植年限宁夏枸杞根际微生物多样性变化[J]. 土壤学报, 2016, 53(1): 241-252. Na X F, Zheng G Q, Peng L, et al. Microbial biodiversity in rhizosphere of Lycium bararum L. relative to cultivation history[J]. Acta Pedologica Sinica, 2016, 53(1): 241-252. DOI:10.11766/trxb201503030643 |
| [2] |
刘丽, 徐明恺, 汪思龙, 等. 杉木人工林土壤质量演变过程中土壤微生物群落结构变化[J]. 生态学报, 2013, 33(15): 4692-4706. Liu L, Xu M K, Wang S L, et al. Effect of different Cunninghamia lanceolata plantation soil qualities on soil microbial community structure[J]. Acta Ecologica Sinica, 2013, 33(15): 4692-4706. |
| [3] |
胡雷, 王长庭, 王根绪, 等. 三江源区不同退化演替阶段高寒草甸土壤酶活性和微生物群落结构的变化[J]. 草业学报, 2014, 23(3): 8-12. Hu L, Wang C T, Wang G X, et al. Changes in the activities of soil enzymes and microbial community structure at different degradation successional stages of alpine meadows in the headwater region of Three Rivers, China[J]. Acta Prataculturae Sinica, 2014, 23(3): 8-12. DOI:10.11686/cyxb20140302 |
| [4] | Nannipieri P, Ascher J, Ceccherini M T, et al. Microbial diversity and soil functions[J]. European Journal of Soil Science, 2003, 54(4): 655-670. DOI:10.1046/j.1351-0754.2003.0556.x |
| [5] | Kennedy A C. Bacterial diversity in agroecosystems[J]. Agriculture, Ecosystems & Environment, 1999, 74(1-3): 65-76. |
| [6] | Lienhard P, Terrat S, Mathieu O, et al. Soil microbial diversity and C turnover modified by tillage and cropping in Laos tropical grassland[J]. Environmental Chemistry Letters, 2013, 11(4): 391-398. DOI:10.1007/s10311-013-0420-8 |
| [7] | Ma L, Huang W W, Guo C Y, et al. Soil microbial properties and plant growth responses to carbon and water addition in a temperate steppe:the importance of nutrient availability[J]. PLoS One, 2012, 7(4): e35165. DOI:10.1371/journal.pone.0035165 |
| [8] | Suleiman A K A, Manoeli L, Boldo J T, et al. Shifts in soil bacterial community after eight years of land-use change[J]. Systematic and Applied Microbiology, 2013, 36(2): 137-144. DOI:10.1016/j.syapm.2012.10.007 |
| [9] | Sul W J, Asuming-Brempong S, Wang Q, et al. Tropical agricultural land management influences on soil microbial communities through its effect on soil organic carbon[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2013, 65: 33-38. DOI:10.1016/j.soilbio.2013.05.007 |
| [10] | Navarro-Noya Y E, Gómez-Acata S, Montoya-Ciriaco N, et al. Relative impacts of tillage, residue management and crop-rotation on soil bacterial communities in a semi-arid agroecosystem[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2013, 65: 86-95. DOI:10.1016/j.soilbio.2013.05.009 |
| [11] |
彭文英, 张科利, 陈瑶, 等. 黄土坡耕地退耕还林后土壤性质变化研究[J]. 自然资源学报, 2005, 20(2): 272-278. Peng W Y, Zhang K L, Chen Y, et al. Research on soil quality change after returning farmland to forest on the Loess sloping croplands[J]. Journal of Natural Resources, 2005, 20(2): 272-278. DOI:10.11849/zrzyxb.2005.02.016 |
| [12] |
郭明明, 王文龙, 史倩华, 等. 黄土高塬沟壑区退耕地土壤抗冲性及其与影响因素的关系[J]. 农业工程学报, 2016, 32(10): 129-136. Guo M M, Wang W L, Shi Q H, et al. Soil anti scouribility of abandoned land and its relationship with influencing factors in Loess Plateau Gully region[J]. Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering, 2016, 32(10): 129-136. DOI:10.11975/j.issn.1002-6819.2016.10.018 |
| [13] |
王超, 甄霖, 杜秉贞, 等. 黄土高原典型区退耕还林还草工程实施效果实证分析[J]. 中国生态农业学报, 2014, 22(7): 850-858. Wang C, Zhen L, Du B Z, et al. Assessment of the impact of grain for green project on farmers' livelihood in the Loess Plateau[J]. Chinese Journal of Eco-Agriculture, 2014, 22(7): 850-858. |
| [14] |
张杰, 胡维, 刘以珍, 等. 鄱阳湖湿地不同土地利用方式下土壤微生物群落功能多样性[J]. 生态学报, 2015, 35(4): 965-971. Zhang J, Hu W, Liu Y Z, et al. Response of soil microbial functional diversity to different land-use types in wetland of Poyang Lake, China[J]. Acta Ecologica Sinica, 2015, 35(4): 965-971. |
| [15] |
秦红, 李昌晓, 任庆水. 不同土地利用方式对三峡库区消落带土壤细菌和真菌多样性的影响[J]. 生态学报, 2017, 37(10): 3494-3504. Qin H, Li C X, Ren Q S. Effects of different land use patterns on soil bacterial and fungal biodiversity in the hydro-fluctuation zone of the Three Gorges Reservoir region[J]. Acta Ecologica Sinica, 2017, 37(10): 3494-3504. |
| [16] |
张楠楠. 土地利用方式变化对宁夏荒漠草原区土壤的影响[D]. 银川: 宁夏大学, 2015. Zhang N N. Effects of the land using pattern to soil of desert grassland in Ningxia[D]. Yinchuan: Ningxia University, 2015. |
| [17] | 鲍士旦. 土壤农化分析[M]. 第三版. 北京: 中国农业出版社, 2000. |
| [18] |
黄进勇, 李春霞. 土壤微生物多样性的主要影响因子及其效应[J]. 河南科技大学学报(农学版), 2004, 24(4): 10-13. Huang J Y, Li C X. Main factors of soil microbial diversity and their effect on cropland[J]. Journal of Henan University of Science and Technology (Agricultural Science), 2004, 24(4): 10-13. |
| [19] |
曾全超, 李鑫, 董扬红, 等. 陕北黄土高原土壤性质及其生态化学计量的纬度变化特征[J]. 自然资源学报, 2015, 30(5): 870-879. Zeng Q C, Li X, Dong Y H, et al. Ecological stoichiometry characteristics and physical-chemical properties of soils at different latitudes on the Loess Plateau[J]. Journal of Natural Resources, 2015, 30(5): 870-879. DOI:10.11849/zrzyxb.2015.05.014 |
| [20] | Huang Y M, Michel K, An S S, et al. Changes in microbial-community structure with depth and time in a chronosequence of restored grassland soils on the Loess Plateau in northwest China[J]. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 2011, 174(5): 765-774. DOI:10.1002/jpln.v174.5 |
| [21] | An S S, Mentler A, Mayer H, et al. Soil aggregation, aggregate stability, organic carbon and nitrogen in different soil aggregate fractions under forest and shrub vegetation on the Loess Plateau, China[J]. Catena, 2010, 81(3): 226-233. DOI:10.1016/j.catena.2010.04.002 |
| [22] |
刘洋, 黄懿梅, 曾全超. 黄土高原不同植被类型下土壤细菌群落特征研究[J]. 环境科学, 2016, 37(10): 3931-3938. Liu Y, Huang Y M, Zeng Q C. Soil bacterial communities under different vegetation types in the Loess Plateau[J]. Environmental Science, 2016, 37(10): 3931-3938. |
| [23] |
铁展畅, 阿不都克尤木, 巴依木热杜夫·P·B, 等. 塔吉克斯坦不同土地利用方式对土壤微生物区系及活性的影响[J]. 西北农业学报, 2014, 23(5): 177-184. Tie Z C, Abdulrohimkeyomu, Bayemureduve P B, et al. Effects of different land use on soil microflora and activity in Tajikistan[J]. Acta Agriculturae Boreali-occidentalis Sinica, 2014, 23(5): 177-184. DOI:10.7606/j.issn.1004-1389.2014.05.028 |
| [24] |
高东, 何霞红. 生物多样性与生态系统稳定性研究进展[J]. 生态学杂志, 2010, 29(12): 2507-2513. Gao D, He X H. Research advances on biodiversity and ecosystem stability[J]. Chinese Journal of Ecology, 2010, 29(12): 2507-2513. |
| [25] |
蔡进军, 董立国, 李生宝, 等. 黄土丘陵区不同土地利用方式土壤微生物功能多样性特征[J]. 生态环境学报, 2016, 25(4): 555-562. Cai J J, Dong L G, Li S B, et al. The characteristics of soil microbe function diversity in semi-arid Loess Hilly region[J]. Ecology and Environmental Sciences, 2016, 25(4): 555-562. |
| [26] |
刘艳, 宋同清, 蔡德所, 等. 抛荒土地不同处理及利用方式对喀斯特地区土壤微生物的影响[J]. 农业工程学报, 2013, 29(23): 202-210. Liu Y, Song T Q, Cai D S, et al. Effects of different treatment and utilization types after land leaving unused on soil microbial properties in Karst region[J]. Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering, 2013, 29(23): 202-210. DOI:10.3969/j.issn.1002-6819.2013.23.028 |
| [27] |
刘晶, 赵燕, 张巧明, 等. 不同利用方式对豫西黄土丘陵区土壤微生物生物量及群落结构特征的影响[J]. 草业学报, 2016, 25(8): 36-47. Liu J, Zhao Y, Zhang Q M, et al. Effects of land use on soil microbial biomass and community structure in the Loess Hill region of west Henan[J]. Acta Prataculturae Sinica, 2016, 25(8): 36-47. DOI:10.11686/cyxb2016057 |
| [28] |
田呈明, 刘建军, 梁英梅, 等. 秦岭火地塘林区森林根际微生物及其土壤生化特性研究[J]. 水土保持通报, 1999, 19(2): 19-22. Tian C M, Liu J J, Liang Y M, et al. Rhizosphere mircroorganisms and soil bio-chemical properties at Huoditang forest region of the Qinling mountains[J]. Bulletin of Soil and Water Conservation, 1999, 19(2): 19-22. |
| [29] | Degrune F, Dufrêne M, Colinet G, et al. A novel sub-phylum method discriminates better the impact of crop management on soil microbial community[J]. Agronomy for Sustainable Development, 2015, 35(3): 1157-1166. DOI:10.1007/s13593-015-0291-4 |
| [30] | Liu Z F, Fu B J, Zheng X X, et al. Plant biomass, soil water content and soil N:P ratio regulating soil microbial functional diversity in a temperate steppe:a regional scale study[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2010, 42(3): 445-450. DOI:10.1016/j.soilbio.2009.11.027 |
| [31] |
尹娜. 中国北方主要草地类型土壤细菌群落结构和多样性变化[D]. 长春: 东北师范大学, 2014. Yin N. Changes in structure and diversity of soil microbial communities across the main grasslands in Northern China[D]. Changchun: Northeast Normal University, 2014. |
| [32] |
李新, 焦燕, 代钢, 等. 内蒙古河套灌区不同盐碱程度的土壤细菌群落多样性[J]. 中国环境科学, 2016, 36(1): 249-260. Li X, Jiao Y, Dai G, et al. Soil bacterial community diversity under different degrees of saline-alkaline in the Hetao Area of Inner Mongolia[J]. China Environmental Science, 2016, 36(1): 249-260. |
| [33] | Zhang T, Shao M F, Ye L. 454 Pyrosequencing reveals bacterial diversity of activated sludge from 14 sewage treatment plants[J]. The ISME Journal, 2012, 6(6): 1137-1147. DOI:10.1038/ismej.2011.188 |
| [34] |
戴雅婷, 闫志坚, 解继红, 等. 基于高通量测序的两种植被恢复类型根际土壤细菌多样性研究[J]. 土壤学报, 2017, 54(3): 735-748. Dai Y T, Yan Z J, Xie J H, et al. Soil bacteria diversity in rhizosphere under two types of vegetation restoration based on high throughput sequencing[J]. Acta Pedologica Sinica, 2017, 54(3): 735-748. |
| [35] | Qu T B, Du W C, Yuan X, et al. Impacts of grazing intensity and plant community composition on soil bacterial community diversity in a steppe grassland[J]. PLoS One, 2016, 11(7): e0159680. DOI:10.1371/journal.pone.0159680 |
| [36] |
杨宁, 邹冬生, 杨满元, 等. 衡阳紫色土丘陵坡地植被恢复阶段土壤特性的演变[J]. 生态学报, 2014, 34(10): 2693-2701. Yang N, Zou D S, Yang M Y, et al. Changes of soil properties in re-vegetation stages on sloping-land with purple soils in Hengyang of Hunan Province, South-central China[J]. Acta Ecologica Sinica, 2014, 34(10): 2693-2701. |
| [37] | Zeng J, Liu X J, Song L, et al. Nitrogen fertilization directly affects soil bacterial diversity and indirectly affects bacterial community composition[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2016, 92: 41-49. DOI:10.1016/j.soilbio.2015.09.018 |