环境科学  2018, Vol. 39 Issue (3): 1180-1187   PDF    
引用本文
周裔文, 许晓光, 韩睿明, 周晓红, 冯德友, 李致春, 王国祥. 水体氮磷营养负荷对苦草净化能力和光合荧光特性的影响[J]. 环境科学, 2018, 39(3): 1180-1187.
ZHOU Yi-wen, XU Xiao-guang, HAN Rui-ming, ZHOU Xiao-hong, FENG De-you, LI Zhi-chun, WANG Guo-xiang. Effect of Nutrient Loadings on the Regulation of Water Nitrogen and Phosphorus by Vallisneria natans and Its Photosynthetic Fluorescence Characteristics[J]. Environmental Science, 2018, 39(3): 1180-1187.
水体氮磷营养负荷对苦草净化能力和光合荧光特性的影响
周裔文1,2, 许晓光2, 韩睿明2, 周晓红1, 冯德友1, 李致春2, 王国祥2     
1. 江苏大学环境与安全工程学院, 镇江 212013;
2. 南京师范大学环境学院, 南京 210008
收稿日期: 2017-05-12; 修订日期: 2017-09-05
基金项目: 江苏省水利科技项目（2016050）；国家自然科学基金项目（41403064）；江苏省教育厅基础研究计划（自然科学基金）青年基金项目（BK20140922）；江苏省教育厅高校自然科学研究项目（14KJB610007）；江苏省科技厅科技支撑重点项目（BE2016324）
作者简介: 周裔文(1991~), 男, 硕士研究生, 主要研究方向为水环境生态修复, E-mail:ahzhoull@hotmail.com
通信作者: 周晓红, E-mail:xhzhou0214@163.com
摘要: 以沉水植物苦草（Vallisneria natans）为对象，通过室内控制实验，研究营养盐负荷对苦草净化水体氮磷能力的影响；利用水下饱和脉冲荧光仪（Diving-PAM）研究营养盐负荷对苦草光合荧光特性的影响.结果表明，在本实验设置的氮磷浓度范围内（TN ≤ 12 mg ·L-1，TP ≤ 1.0 mg ·L-1），随营养盐浓度的升高，苦草对水体氮磷的净化能力逐渐增强：在高浓度营养盐组（TN=12 mg ·L-1，TP=1.0 mg ·L-1），水体氮磷去除率可达95%以上，当铵态氮含量较高时，苦草优先吸收铵态氮；中高浓度营养盐组（TN：8~12 mg ·L-1，TP：0.6~1.0 mg ·L-1）对苦草叶片Fv/Fm无显著影响；低浓度营养盐组（TN=3 mg ·L-1，TP=0.3 mg ·L-1）能够提高苦草叶片的Fv/Fm，有利于苦草生长.在本实验条件下，水体氮磷营养盐浓度越高，对苦草叶片的光合活性和光耐受能力抑制作用越明显；随着水体营养盐逐步下降，苦草叶片的光合活性逐渐恢复，捕光能力无明显变化.
关键词: 水体氮磷      营养盐负荷      苦草      光合荧光特性     
Effect of Nutrient Loadings on the Regulation of Water Nitrogen and Phosphorus by Vallisneria natans and Its Photosynthetic Fluorescence Characteristics
ZHOU Yi-wen1,2 , XU Xiao-guang2 , HAN Rui-ming2 , ZHOU Xiao-hong1 , FENG De-you1 , LI Zhi-chun2 , WANG Guo-xiang2     
1. School of the Environment and Safety Engineering, Jiangsu University, Zhenjiang 212013, China;
2. School of Environment, Nanjing Normal University, Nanjing 210008, China
Abstract: Submerged macrophytes are an important component of aquatic ecosystems. During the growing period, submerged macrophytes can absorb nitrogen and phosphorus nutrients to reduce pollution loadings. Shoots of submerged macrophytes can also promote the adhesion of suspended substances in water, reducing the turbidity. The release of nutrients in sediments can be suppressed by its root system, and the resuspension of sediments caused by disturbance of winds and waves can also be resisted. The role of submerged macrophytes in ecological restoration of eutrophic lakes has attracted widespread attention. In 1960, the submerged plants Vallisneria natans and Potamogeton malaianus had been the dominant species in East Taihu. However after 2002, Nymphoides peltatum, Elodea nattalii, P. malaianus, etc. have gradually taken over the dominant roles along with significant elevations of nitrogen and phosphorus levels. Nutrients in water are not the only key factors causing eutrophication of water bodies; the nutrient source for submerged plant growth affect both the purification efficiency and the photosynthetic characteristics of submerged macrophytes. Excessive nitrogen and phosphorus concentrations can inhibit the photosynthetic physiological activities of submerged macrophytes, affecting the succession of aquatic vegetation. In addition, under high nutrient conditions, the competition from periphytic algae and planktonic algae may also directly poison submerged macrophytes, leading to its degradation and disappearance. Systematic studies on the regulation and photosynthetic fluorescence response mechanism of submerged macrophytes to varied nutrient loadings are helpful in revealing their relationships. The seedlings of submerged macrophyte V. natans were transplanted in a laboratory mesocosm to study the effect of nutrient loadings on its regulation of water nitrogen and phosphorus. Three nitrogen and phosphorus loadings from low, medium, and high levels derived from nitrate, ammonium, and phosphate were setup as the aquatic medium for the plant growth. Twelve harvests were carried out to determine the evolution of nutrient removal performance of V. natans. Its photosynthetic fluorescence characteristics were measured by a pulse-amplitude modulated fluorometer (Diving-PAM). Results showed that the nitrogen and phosphorus adsorption abilities of V. natans were gradually enhanced with the increase of nutrient concentrations in the range of TN ≤ 12 mg·L-1 and TP ≤ 1.0 mg·L-1. In the treatment of high nutrient concentrations (TN=12 mg·L-1 and TP=1.0 mg·L-1), the removal rates of nitrogen and phosphorus reached more than 95%. V. natans preferentially absorbed ammonium nitrogen when its concentration was high. The medium nutrient concentrations (TN:8-12 mg·L-1 and TP:0.6-1.0 mg·L-1) did not significantly affect the Fv/Fm ratio of leaves. However, the low nutrient concentrations (TN=3 mg·L-1 and TP=0.3 mg·L-1) could improve the Fv/Fm ratio of leaves and were beneficial for the growth of V. natans. The inhibition of photosynthetic activity and light tolerance were enhanced with the increase in nutrient concentrations. The photosynthetic activity of V. natans gradually recovered with no significant changes in the capacity for light harvesting, when the nutrient concentrations gradually decreased in the water. Our results indicate that the high nitrogen and phosphorus loadings indeed hamper the photosynthetic capacity, which may subsequently restrain the maintenance of the dominance of V. natans in the submerged macrophyte communities.
Key words: water nitrogen and phosphorus      nutrient loadings      Vallisneria natans      photosynthetic fluorescence characteristics     

当前, 随着我国工农业的快速发展以及城市化进程的迅猛发展, 大量含氮、磷的工业及生活污水的排放, 造成水体氮磷元素严重超标, 由此导致湖泊等自然水体发生严重的富营养化[1, 2].目前, 利用沉水植物修复重污染河道[3]和富营养化湖泊生态系统受到普遍关注[4~8].沉水植物作为水生生态系统中重要的组成部分[9], 其生长过程中可吸收水体氮、磷等营养盐, 从而降低水体氮磷污染负荷.此外, 沉水植物可以通过体表来附着水体中的悬浮物, 降低水体浊度[10], 并通过其根系抑制沉积物中营养物质向水体中的再释放[11], 同时还可以抵抗因风浪扰动引起沉积物的再悬浮[12], 故沉水植物在水环境生态修复过程中发挥着巨大的作用.

赵凯等[13]的研究发现1960年东太湖沉水植物优势种为苦草和马来眼子菜, 到2002年后逐渐演变成荇菜、伊乐藻、马来眼子菜等成为优势种, 苦草不再成为优势种.水域环境中水生植被的演替受多种因素影响.有学者认为沉水植物生长过程中极易受生物因素和非生物因素等各种因子的影响[14~16].其中非生物因素中营养盐既是导致水体富营养化的关键因素, 又是沉水植物生长的营养来源, 而研究发现营养盐水平不仅影响沉水植物的净化效率[10, 17], 还对沉水植物的光合特性产生影响[18], 过高的氮、磷浓度可以抑制沉水植物的光合生理活动[18], 而光合作用是沉水植物进行生命活动的关键环节.此外, 有学者认为沉水植物在高营养条件下, 由于与附着藻类和浮游藻类之间的竞争关系而导致沉水植物消亡[19], 但也有学者认为营养盐能够直接毒害沉水植物[20].可见, 系统性研究不同营养条件下沉水植物对水体营养盐的调控和光合荧光响应机制有助于揭示两者之间的关联.

近年来, 水下饱和调制荧光仪(Diving-PAM)的出现, 使得原位无损测定沉水植物的光合作用成为可能[21, 22].苦草(Vallisneria natans)作为常见的水鳖科多年生沉水植物, 具有耐污性强, 分布广泛的特点, 常作为修复富营养化水体的物种[23].本研究重点关注沉水植物苦草在自然水体中可能存在的营养环境, 研究在一个营养盐衰减周期内, 不同营养盐负荷下成年苦草对水体营养盐的净化能力, 并通过原位测定苦草叶片的光合荧光参数和快速光响应曲线, 探讨水体营养盐对苦草叶片光合系统的影响, 以期为沉水植物修复污染河道和富营养化水体提供实验依据, 并为水生生态系统持续健康发展提供基础资料.

1 材料与方法 1.1 实验材料与设计

实验所用沉积物采集自东太湖(31°24′42″N, 120°00′38″E), 经自然风干, 去除粗大颗粒及动植物残体后备用, 沉积物氮磷背景值分别为：TN=(1047.86±87.65)mg·kg-1; TP=(590.84±15.05)mg·kg-1. 2016年4月20号从南京师范大学仙林校区采月湖采集苦草运回实验室后选取生长相近的苦草(约35 cm), 洗净之后种植于盛有2/3体积沉积物的塑料花盆(20 cm×10 cm×12 cm)内, 每盆种植8株, 将其移置到120 L的聚乙烯蓝色塑料水桶(60 cm×50 cm×75 cm)中, 每桶移种3盆, 置于南京师范大学生态修复平台玻璃温室中培养(32°06′27″N, 118°54′19″E), 温室内光照充足.

待苦草逐渐适应实验系统生长至水面后(2016年8月10号), 抚育期间水体中TN和TP分别为0.26 mg·L-1和0.04 mg·L-1, 向不同处理组中投加不同量的KNO3、NH4Cl和KH2PO4, 使水体中的NO3--N、NH4+-N和TP浓度达到设计浓度(表 1), 其中T0为不投加营养物对照组.实验期间根据水面基线(约70 cm), 每3 d补足蒸发和取样造成的水量损失, 实验结束后(2016年9月16号)破坏性采样, 同时测定各实验组苦草的生物量.

表 1 各实验水体中投加N、P的质量浓度 Table 1 Concentration of N and P nutrients in each experimental water

1.2 样品采集与测定 1.2.1 水样指标及测定方法

利用虹吸法采集水样, 共采集12次, 水质分析指标包括TN、TP、NO3--N、NH4+-N. TN采用碱性过硫酸钾-紫外分光光度法测定(GB 11894-1989); TP采用钼酸铵分光光度法测定(GB 11894-1989);将水样预先经过0.45 μm孔径的醋酸纤维滤膜过滤后, 用连续流动水质分析仪(Auto Analyzer3, 德国)测定NO3--N和NH4+-N的浓度.

1.2.2 叶绿素荧光参数

分别于实验开始的第0、3、10、25 d上午06:00~08:00测定苦草的叶绿素荧光参数, 用水下饱和脉冲荧光仪Diving-PAM(WALZ, 德国)和数据采集软件Wincontrol进行测定.连体叶片使用叶夹遮光处理(暗适应)5 min后, 打开叶夹, 开启检测光[0.15 μmol·(m2·s)-1], 测得初始荧光(F0), 随后开启饱和脉冲光[4 000 μmol·(m2·s)-1, 0.8 s], 测得最大荧光值(Fm), 根据F0和Fm可计算出PSⅡ最大量子产量[Fv/Fm, Fv/Fm=(F0-Fm)/Fm].

1.2.3 苦草叶片快速光响应曲线

分别于实验开始的第0、3、10、25 d上午10:00~11:00测定苦草叶片快速光响应曲线, 光化光强度梯度为：0、24、143、276、418、615、832、1 047、1 236 μmol·(m2·s)-1, 在任一光合有效辐射(photosynthetically active radiation, PAR)强度下照射后, 测得打开饱和脉冲前的荧光值(F), 打开饱和脉冲得到F′m, 由此测得PSⅡ的有效量子产率(effective quantum yield, Y)：Y=(F′m-F)/F′m, 根据Y和PAR计算出相对电子传递速率(relative electron transport rate, rETR)[24]：rETR=Y×0.5×0.84.

1.2.4 快速光曲线拟合

采用SPSS19.0软件进行快速光曲线拟合, 曲线拟合采用最小二乘法, 快速光曲线的拟合Platt等[24, 25]的公式, 其方程式为：

式中, rETRmax为无光抑制时最大潜在相对电子传递速率; α为rETR曲线的初始斜率, 反映了植物对光能的利用能力; β为光抑制参数.由此可以得出半饱和光强(Ik=rETRmax/α).

1.3 数据处理与讨论

采用Excel 2010对实验数据的处理与分析, 用Origin 8.6软件绘制图件, 利用SPSS 19.0软件进行Duncan统计分析, 比较处理组之间以及天数之间的差异, P < 0.05表示差异显著.

2 结果与讨论 2.1 苦草生长及对营养盐的吸收和利用

苦草主要依靠根系和茎叶吸收环境中的氮、磷营养盐[26~28], 实验末期各处理组中单株苦草根冠比、茎叶重和单株重如图 1中所示, 从中可知, 在T0和T1处理组中的苦草根冠比要低于T2和T3处理组, 研究认为沉积物中营养丰富度对植物的根冠比无明显的影响[29], 而实验中沉积物营养丰富, 水体中的不同营养状况导致苦草根冠比的变化.随着营养盐上升, 苦草的单株株重表现出先升高后下降的趋势, 其中T1处理组中苦草的株重最高为0.55 g·ind-1, T3处理组株重最小为0.40 g·ind-1, 显著低于其他处理组(P < 0.05).同时苦草的茎叶干重也表现先升高后下降的趋势, 其中T1处理组中苦草的茎叶重为0.37 g·ind-1, 要显著高于另外3个处理组(P < 0.05).实验表明随着水体中营养逐渐升高, 苦草的生物量受到显著影响, 低浓度营养盐有利于促进苦草生物量的累积, 而过高的营养盐抑制苦草的生长, 这与文明章等[30]关于水体营养盐对苦草生长的影响的结论一致.

图 1 实验末期各处理组苦草生物量和根冠比 Fig. 1 Change of dry weight and root-shoot ratio of V. natans in each group

各处理组水体营养盐变化如图 2所示.由图 2(a)和2(b)可知, 实验期间各实验组TN和TP均有不同程度的下降, 表现为以负指数的形式衰减[图 2(a)和2(b)].熊剑等[17]认为营养盐的衰减过程可以利用指数方程：ct=c0e-bt拟合, 式中, c0表示实验开始时TN和TP的初始浓度(mg·L-1); ct表示t时TN和TP的浓度(mg·L-1); b为TN和TP的衰减系数(d-1); t表示天数(d), 各拟合参数如表 2所示.从中可知, 随着处理组初始TN和TP的浓度升高, 营养盐衰减指数b值逐渐升高, 表明苦草系统能够有效去除水体中的N和P, 并且在本实验浓度范围内去除能力随着TN、TP浓度升高而增强.实验结束后, 各处理组中TN、TP的衰减率均达到80%以上, 其中高浓度处理组TN和TP衰减率达到95%以上.这与金树权等[31]研究苦草系统中水体氮磷的衰减率相似, 其研究认为在水生系统中沉水植物的存在可加速水体中氮磷的消减, 一方面沉水植物可以利用根茎和茎叶吸收水体的氮磷营养盐, 另一方面沉水植物可以改善水体中DO和pH, 促进氨的挥发[32], 董彬等[33]的研究发现随着水体营养盐浓度的升高, 沉水植物菹草茎叶附着物逐渐上升.另外沉水植物的茎叶界面上的附着物可为硝化和反硝化细菌提供生存环境, 提高了水体的脱氮能力[34].因此苦草通过直接吸收作用和间接作用降低水体中的氮磷营养盐含量.

图 2 实验期间各处理组营养盐的变化曲线 Fig. 2 Variations of the nutrients in the water column during the experiments

表 2 各处理组TN和TP随时间变化的拟合方程中的参数 Table 2 Fitted regression equation of TN and TP as a function of experimental time for each treatment

实验水体中的氮主要以NO3--N和NH4+-N形式存在.由图 2(c)和2(d)中可知NO3--N和NH4+-N均呈现下降趋势, 但在实验开始前10 d, 处理组T2和T3中NO3--N衰减过程不明显, 水体中NH4+-N快速下降.在第5 d时T2和T3处理组中NH4+-N的下降超过70%, 在第8 d超过90%.从第8 d开始处理组T2和T3中NO3--N开始出现明显的下降过程.处理组T1在实验开始阶段NO3--N和NH4+-N均表现出明显的下降, 在第5 d时水体中NO3--N和NH4+-N均下降80%以上.以上结果表明, 水体NH4+-N的浓度较高时, 苦草优先吸收环境中的NH4+-N, 待水体中NO3--N为主要N形态时, 苦草开始吸收NO3--N.这与金送迪等[28]报道的当NH4+-N的浓度高于0.35 mg·L-1时, 沉水植物优先吸收NH4+-N的结果一致.

2.2 水体营养盐质量浓度对苦草PSⅡ的影响

PSⅡ是植物进行光合作用的重要单元, Fv/Fm指标反映所有PSⅡ反应中心均处于开放态时的量子产量, 可以指示光化光的反应效率[35].宋玉芝等[18]认为苦草Fv/Fm对水体营养盐的响应很快(2 h), 但是苦草可以通过自身调节使Fv/Fm恢复到处理前水平.实验期间各处理组苦草在不同营养浓度梯度下Fv/Fm的变化情况如图 3所示, 在投加营养盐后第3 d, 各组Fv/Fm均出现不同程度上升, 其中T1处理组Fv/Fm显著上升(P < 0.05), T1处理组中Fv/Fm为0.725, 要显著高于T0和T2处理组(P < 0.05), 而其它组Fv/Fm上升不显著(P >0.05);在第10 d时, T1组苦草Fv/Fm最高为0.733, 显著高于T0组(P < 0.05), T2、T3组与T0差异不显著(P >0.05);在整个实验期间T0组的Fv/Fm相对稳定无显著变化(P >0.05), 而其他各组总体呈上升趋势.这是由于实验开始阶段水中氮磷相对匮乏, T0组中苦草主要营养由沉积物提供, 生长环境没有明显变化, 但随着苦草的生长导致叶片Fv/Fm出现波动变化, 但是变化并不显著.实验结束时, 各组Fv/Fm差异均不显著(P >0.05).在不利生境中, 当光能吸收量超过光化学反应的反应量, 且过剩的光能量得不到散失时, 就会引起光合机构的破坏, 其原初损伤部位在PSⅡ上, 胁迫条件下该参数明显下降[36].本实验显示, 在对照组(T0)和中高浓度的营养水平(T2、T3)对苦草Fv/Fm影响不大, 而添加营养盐后, 在低浓度营养盐(T1)可以提高苦草的Fv/Fm, Fv/Fm的上升表明沉水植物苦草的生长没有受到抑制, 而Fv/Fm是表征植物光化光的反应效率, 因此有利于植物进行光合作用, 而光合作用是植物积累生物量的重要途径之一, 因此有利于苦草生长.

小写字母表示组间差异; 大写字母表示组内差异 图 3 实验期间各处理组苦草Fv/Fm的变化 Fig. 3 The Fv/Fm change of V. natans in four groups during the experiments

2.3 不同营养条件对苦草快速光响应曲线和光合参数的影响

水体营养条件对苦草光合作用的影响还体现在苦草叶片对光的响应能力.快速光响应曲线表示电子传递速率随光强的变化, 能够反映苦草叶片的实际光化学效率[35].实验第0、3、10、25 d测定的各组苦草叶片快速光响应曲线如图 4所示.在第0 d, 各处理组快速光响应曲线差异不显著; 投加营养盐后的第3 d, T0对照组的光响应能力高于其他3组, 而T1、T2、T3的光响应能力较开始时下降, T3处理组下降最快; 第10 d后T1、T2和T3光响应能力均有恢复; 在第25 d后, 又略有下降.表明低浓度营养条件下苦草的光响应能力增强, 电子传递速率增大, 合成更多的光合产物积累生物量(图 1); 而高浓度(T3)营养盐会降低苦草叶片的响应能力, 导致苦草吸收的光子供给PSⅡ反应中心的效率下降, 吸收的光子不能全部用于光合作用, 导致光合作用下降.苦草作为一种耐污沉水植物, 随着苦草自身调节机制发挥作用, 使得对N、P营养环境的主动适应, 加之水体中营养盐的逐渐消减, 叶片的光响应能力逐渐恢复.

图 4 实验期间各处理组苦草的快速光响应曲线 Fig. 4 Rapid-light curves of V. natans in four groups during the experiments

如图 5所示, 将苦草快速光响应曲线进行拟合, 得到苦草叶片的最大电子传递速率(rETRmax)、初始斜率(α)和半饱和光强(Ik).最大电子传递速率(rETRmax)反映苦草叶片的光合活性[25].由图 5(a)可知, 在实验开始前, 各组苦草叶片的rETRmax差异不显著(P >0.05), 但在投加营养盐后第3 d, 除T0外其他3组叶片PSⅡ的rETRmax均有显著下降(P < 0.05)：处理组T0苦草叶片的rETRmax最高, 其次是处理组T1和T2, 处理组T3最小.与处理组T0相比, T1、T2、T3组苦草叶片PSⅡ的rETRmax分别是T0组的74.98%、69.50%、61.81%, 相较开始时下降了20.98%、23.63%、40.87%.在第10 d时, T1、T2和T3处理组苦草叶片的rETRmax均有回升, 但该三组的rETRmax差异均不显著(P >0.05), 第25 d时, T0、T1、T2和T3处理组苦草叶片均有下降, 但各组之间的rETRmax无显著差异(P >0.05).苦草叶片的rETRmax与快速光响应曲线的变化一致, 在投入营养盐后的初始阶段, 随着营养盐的浓度升高, 苦草叶片的光合活性逐渐受到抑制, 但随着水体营养盐的下降, 苦草叶片的光合活性逐渐恢复.

小写字母表示组间差异, 大写字母表示组内差异 图 5 实验期间各处理组苦草最大电子传递速率(rETRmax)、初始斜率(α)和半饱和光强(Ik) Fig. 5 Maximum electron transport rates, initial slopes and half staturation point of light intensity of V. natans in four groups during the experiments

光合参数-光曲线的初始斜率(α)能够反映植物叶片对光能的利用效率, 指示植物叶片的捕光能力[25].由图 5(b)可见, 在第3 d时, T1、T2和T3处理组的初始斜率(α)相对T0有略微下降, 但差异不显著(P >0.05), 表明立即投加营养盐后不会显著改变苦草叶片的捕光能力; 在第10 d时T1、T2和T3相较于第3 d略有上升, 分别上升了13.43%、5.75%和11.81%;第25 d时, 各组(T0、T1、T2和T3)的初试斜率(α)相较之前有显著下降(P < 0.05), 但彼此之间差异不显著(P >0.05), 可能受苦草自身的生长状态的影响, 而沉水植物对光的补获能力与植物叶片叶绿素的含量、环境的光照条件以及水体透光率等条件密切相关[18].以上分析说明, 投加营养盐对苦草叶片的捕光能力影响较小.

半饱和光照强度(Ik)反映了植物耐受强光的能力[23], 各处理组中苦草叶片的半饱和光照强度(Ik)在实验期间的变化情况如图 5(c)所示.在投入营养盐后, T1、T2和T3的Ik相较开始时下降了15.35%、25.23%和31.61%, 但在第10 d时, T1、T2和T3的Ik升高, 而且三组之间Ik差异不显著(P >0.05).宋玉芝等[18]和蔡炜等[35]也认为在不同营养条件下苦草对光的耐受能力不同.表明在投入营养盐后, 短时间内苦草的光耐受能力会下降, 且营养盐水平越高下降越显著, 随着苦草对环境的主动适应, 以及氮磷营养盐的下降, 叶片对光的耐受能力逐渐恢复.

3 结论

(1) 苦草能够有效吸收水体中的N、P营养盐.本实验设置的浓度范围内, 随营养盐浓度升高, 苦草对水体净化能力逐渐增强, 并且苦草优先吸收水体中的NH4+-N.

(2) 高N、P营养盐浓度(T3)对苦草叶片Fv/Fm影响不显著, 但低浓度的N、P营养盐(T1)能够提高苦草叶片的Fv/Fm, 有利于苦草生长.

(3) 本实验中, N、P营养盐浓度对苦草叶片的捕光能力无显著影响; 随着水体营养盐浓度下降, 苦草叶片的光响应能力、光合活性和耐光能力逐渐恢复.

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