2017, Vol. 38
2. 中国航天空气动力技术研究院第三研究所, 北京 100074
2. The Third Research Institute of China Academy of Aerospace Aerodynamics, Beijing 100074, China
亚硝酸盐氧化菌(NOB)是完成硝化过程中亚硝酸盐氧化的关键微生物, 它主要是由进化上截然不同的四类菌构成：硝化杆菌属(Nitrobacter)、硝化球菌属(Nitrococuus)、硝化刺菌属(Nitrospina)和硝化螺菌门(Nitrospira)[1].其中Nitrobacter是最早从污水处理厂中分离培养出来的, 所以很长一段时间它都被认为是污水处理厂活性污泥系统中亚硝酸盐氧化菌群的优势种属[2].然而, 随着分子生物学技术的不断发展与利用, 国内外学者对活性污泥系统中硝化菌的种群结构进行深入研究发现, 虽然硝化螺菌门的硝化螺菌属(Nitrospira)的比增长速率较低, 但其对基质的亲和力大, 在氨氮浓度较低的环境中更具竞争优势[3].
生活污水中的氨氮主要来源于日常生活污水中混入的食物残渣、尿液粪便等含氮有机物, 它们通过微生物的分解形成氨氮且浓度一般在40mg·L-1左右[4], 硝化菌所处的生物池中的氨氮及亚硝酸盐浓度也处于相对较低的水平[5], 因此Nitrospira通常为此类活性污泥中NOB的优势菌属[6~8].然而, 在以往的污水厂设计中, Nitrobacter的动力学参数通常被作为亚硝酸盐转化过程的设计标准[9, 10], 但这一标准并不适用于以Nitrospira为优势菌属的活性污泥体系.此外Nitrospira对基质浓度极其敏感, 且易受到来自Nitrobacter的竞争, 很难从活性污泥中单独富集出来[11].目前虽然有通过控制反应器中的亚硝酸盐浓度从活性污泥中成功富集Nitrospira的案例[3, 11], 但这些研究者并未对其相关动力学参数进行研究, 而一些有关Nitrospira的动力学参数的报道[10], 其微生物来源多源于实验室购买的纯种Nitrospira, 由此获得的动力学参数与实际可能会有一定的差异.因此, 若能从实际污水处理厂中富集培养高份额的Nitrospira并深入了解其生理特性及其动力学参数将对污水处理厂的设计运行具有一定的参考价值.
本实验通过控制反应器中亚硝酸盐浓度模拟Nitrospira在实际污水厂中的生存环境, 研究了较低亚硝酸盐水平下实现Nitrospira富集的可行性, 采用荧光原位杂交技术对富集后的活性污泥的种群结构进行分析, 并在此基础上对Nitrospira在20℃时的基质半饱和常数及氧半饱和常数以及温度对其亚硝酸盐氧化性能进行测定, 以期为污水处理厂的设计运行及工艺优化提供理论参考.
1 材料与方法 1.1 实验装置与运行实验采用SBR反应器, 有效容积为4.5 L.装置运行周期8 h, 其中反应、沉淀、排水、闲置时间固定, 分别为430、30、10、10 min.为了保证反应器内较低的基质浓度, 采用连续进水(feed-batch)的进水方式, 进水时间为400 min.反应器温度控制在(26±1)℃, 水力停留时间24 h, 污泥停留时间10 d.溶解氧变化范围为3~4 mg·L-1, pH在7.3~7.7之间.
1.2 实验用水及接种污泥实验进水采用人工配制. NaNO2作为唯一能源, 其进水浓度为100 mg·L-1.每升配水中其他组分如下[12]: 0.4 g NaHCO3; 1 g KH2PO4; 1.31 g K2HPO4和2 mL微量元素.每升微量元素溶液包括：1.25 g EDTA; 0.55 g ZnSO4·7H2O; 0.4 g CoCl2·6H2O; 1.275 g MnCl2·4H2O; 0.4 g CuSO4·4H2O; 0.05 g Na2MoO4·2H2O; 1.375 g CaCl2·2H2O; 1.25 g FeCl3·6H2O; 44.4 g MgSO4·7H2O.
接种污泥取自西安市第四污水处理厂生物处理池好氧段, 取样时间为2016年7月.由于夏季适宜的温度条件, 接种污泥具有良好的硝化功能.
1.3 常规指标测定NO2--N、NO3--N、MLSS及MLVSS的测定参照文献[13]推荐的标准分析方法.其中NO2--N测定采用N-(1-萘基)-乙二胺光度法, NO3--N测定采用紫外分光光度法, MLSS和MLVSS测定采用重量法; pH由pH计(PHS-3C, 雷磁)测定, 溶解氧(DO)由便携式溶氧仪(SG6-FK1, 梅特勒)测定.
1.4 硝化活性的测定硝化菌的活性采用氧吸收速率法进行表征[14].测定方法如下：取1 000 mL泥水混合物, 在与反应器温度一致的条件下充分曝气.曝气结束后, 将其分别置于500 mL广口瓶中搅拌并记录DO随时间的变化情况, 由此得到微生物内源氧消耗速率(OUR1).然后向其中一份样品中加入NaNO2(NO2--N: 30 mg·L-1)并记录DO变化, 测定亚硝酸盐吸收速率(NUR), 另一份污泥样品中加入NH4HCO3(NH4+-N: 20 mg·L-1)和0.02 mol·L-1的NaClO3, 记录DO变化, 测定氨吸收速率(AUR).监测结束后, 分别测定两个样品中的污泥浓度并计算硝化菌的活性.
1.5 荧光原位杂交活性污泥样品的荧光原位杂交参照Amann等[15]描述的标准方法进行.杂交后的污泥样品通过激光共聚焦显微镜(TCS SP8, 莱卡)进行观察, 并在100倍的物镜下采集图像.硝化菌的定量是在每个污泥样品共随机采集50张图像, 经Image-Pro Plus软件处理后, 统计目标微生物占总生物量的比例[16].实验中所使用的16S rRNA探针如表 1所示.
|
表 1 荧光原位杂交实验中检测硝化菌所用的探针 Table 1 Probes for nitrifying bacteria in FISH |
1.6 温度对Nitrospira活性的影响
温度对Nitrospira活性的影响是指在不同温度条件下富含Nitrospira的活性污泥的最大亚硝酸盐氧化速率的变化情况.在实验过程中需取一定量的反应器中的活性污泥, 经淘洗稀释后, 测定在不同温度下污泥的最大亚硝酸盐氧化速率, 并通过Arrhenius方程拟合得出温度修正系数τN.在测定过程中, pH控制在7.3~7.7, DO维持在4 mg·L-1左右, 初始基质浓度为5 mg·L-1.
1.7 基质半饱和常数KS及氧半饱和常数KO的测定基质半饱和常数是通过测定不同初始浓度下亚硝酸盐的氧化速率, 并根据Monad方程模拟得出：
|
式中, KS为基质半饱和常数(mg·L-1).在NUR测定的过程中, 反应器中的活性污泥需经多次淘洗去除残留基质, 稀释后在pH为7.3~7.7, 温度(20±0.5)℃, DO为4mg·L-1的条件下测定不同初始浓度下污泥的最大亚硝酸盐氧化速率.
氧半饱和常数是通过测定不同溶解氧浓度下亚硝酸盐的氧化速率并根据Monad方程模拟得出.其测定方法与基质半饱和常数的测定方法相似, 实验过程中控制pH在7.3~7.7之间, 基质初始浓度为5 mg·L-1, 温度(20±0.5)℃.亚硝酸盐氧化速率与溶解氧之间的关系用Monod方程表示如下:
|
式中, KO为氧半饱和常数(mg·L-1).
2 结果与分析 2.1 进水方式本实验采用feed-Batch的进水方式以期控制反应器中混合液亚硝酸盐浓度处于较低水平. 图 1为一个典型周期内NOx-N、pH及DO的变化情况.从中可知, 自进水开始, 反应器内混合液NO2--N浓度始终维持在2 mg·L-1左右.当进水结束后, NO2--N被进一步氧化, 出水NO2--N浓度降至0.1 mg·L-1以下.在整个反应周期内, 由于反应体系中存在的HCO3-对pH的变化具有一定的缓冲作用, 反应器内的pH基本没有变化.与此同时, DO随着反应的进行先有所降低, 然后在进水结束后逐渐升高, 但总体变化幅度相对较小.由该周期内的NOx-N、pH和DO的变化情况可以看出, 采用feed-Batch的进水方式可有效地将反应器混合液亚硝酸盐浓度控制在较低水平, 为Nitrospira的富集培养提供了有利的环境.
|
图 1 典型周期内NOx-N、pH及DO的变化情况 Fig. 1 Variations of NOx concentration, pH, and DO in a typical cycle |
反应器连续运行229 d, 其运行效果如由图 2(a)所示.在反应器运行初期, 出水NO2--N浓度为5 mg·L-1.随后NOB逐渐适应培养环境, 在第4 d时出水NO2--N降低到0.3mg·L-1以下并逐渐趋于平稳, 相应的去除率也增高至100%左右.
|
(a)富集过程中进出水NO2--N浓度变化情况; (b)富集过程中比亚硝酸盐氧化速率以及活性污泥生物量变化情况 图 2 富集过程中进出水NO2--N浓度、比亚硝酸盐氧化速率以及活性污泥生物量变化情况 Fig. 2 Variations of influent/effluent NO2--N concentration, specific nitrite-oxidizing rate and VSS during the experimental period |
图 2(b)所示的为反应器中硝化菌的活性及污泥浓度变化情况.从中可知, 在接种污泥中, 硝化菌活性较低, 氨氧化速率和亚硝酸盐氧化速率(以N/VSS计, 下同)分别为2.37 mg·(g·h)-1和3.42 mg·(g·h)-1.随着富集培养的进行, AOB被逐渐淘汰, 到第25 d时, AUR已降低至0.22 mg·(g·h)-1, 而NOB在反应器中的富集程度逐渐升高, 其亚硝酸盐氧化速率持续增大并在第120 d时达到最大46.22 mg·(g·h)-1, 此时氨氧化速率已降至0左右.在接下来的120 d内, 系统中亚硝酸盐氧化速率稍有波动, 但一直维持在48.72 mg·(g·h)-1左右.在富集培养过程中, 活性污泥生物量(以VSS计)持续下降, 并于120 d后稳定在120 mg·L-1左右.反应器内较低的污泥浓度取决于进水中低的基质浓度及Nitrospira低的细胞产率.
2.3 富集前后种群结构的变化反应器不同培养阶段微生物的种群结构可以通过荧光原位杂交技术进行测定.由杂交结果可知, 在接种的活性污泥中, 硝化菌所占份额较低, 为总微生物量的5%左右, 其中AOB占(1.8±0.1)%, NOB占(3.2±2.3)%.通过对硝化菌中几个常见种属所占的份额进行测定, 结果表明Nitrosomonas占总细菌的(1.5±0.1)%, Nitrosospria占(0.3±0.3)%; 而Nitrospira和Nitrobacter分别占总细菌的(2.9±0.1)%和(0.2±0.3)%[图 3(a)和3(b)]. Nitrosomonas和Nitrospira分别为AOB和NOB的优势种属.
|
(a)和(c)均包含总菌(EUBmix, 蓝色)和 Nitrospira (Ntspa662, 红色), 分别为接种污泥(a)和培养120 d后活性污泥(c)FISH合成图; (b)和(d)均包含总菌(EUBmix, 蓝色)和 Nitrobacter (Nit3, 红色), 分别为接种污泥(b)和培养120 d后活性污泥(d) FISH合成图.图中标尺为25 μm 图 3 接种污泥及培养120 d后系统中活性污泥FISH分析 Fig. 3 FISH analysis of inoculum and activated sludge after 120 d for the cultivation |
随着富集培养的进行, AOB的数量逐渐减少, 至60 d时, 活性污泥中已基本没有AOB的荧光信号, 这说明AOB已被从反应器中全部淘汰.与此同时, 目标微生物Nitrospira的份额逐步提高, 并在120 d后达到总细菌的(74.3±1.8)%[图 3(c)]成为优势种群, 而此时活性污泥中已检测不到Nitrobacter的荧光信号[图 3(d)].
2.4 温度对亚硝酸盐氧化速率的影响图 4为亚硝酸盐氧化速率, 即Nitrospira的活性随温度的变化情况.从中可知, 当温度为35℃左右时Nitrospira的活性达到最大值.当温度变化范围在15~35℃时, Nitrospira的活性随着温度的上升而不断增大, 当温度高于35℃时, Nitrospira的活性开始下降, 并在40℃时降至最大活性的一半.较高的温度会使得细胞内的蛋白质变性, 导致细胞功能障碍, 从而微生物活性大大降低[20]. Nitrospira的最适生长温度为30~35℃, 与Blackburn等[10]报道的结果基本一致.然而在实际的污水处理厂中, 生物池中水温通常为15~25℃[21], 此时Nitrospira并未处于最适生长温度内, 其活性相对较低, 因此容易造成亚硝酸盐氮积累的现象, 且这种现象在冬季更易发生.此外通过Arrhenius方程对Nitrospira在15~35℃范围内的亚硝酸盐氧化活性进行拟合, 得出Nitrospira亚硝酸盐氧化速率的温度影响因子KT为0.045℃-1, 温度修正系数τN为1.046.
|
图 4 温度对亚硝酸盐氧化速率的影响 Fig. 4 Effect of temperature on the NUR |
图 5(a)所示的是在不同基质浓度下Nitrospira的亚硝酸盐氧化速率, 可以看出, 当基质浓度在0~5mg·L-1时, NUR随基质浓度的增加而增大.当基质浓度高于5 mg·L-1时, NUR逐渐趋于平稳, 不再随基质浓度的增大发生变化.通过Monod方程对基质浓度及NOB的活性进行拟合, 得出基质半饱和常数KS为(0.32±0.03)mg·L-1; R2=0.99, 处于Blackburne等[10]报道的Nitrospira的基质半饱和常数范围内. 图 5(b)是在不同溶解氧条件下Nitrospira的亚硝酸盐氧化速率, 经Monod方程拟合得出氧半饱和常数KO为(1.52±0.09)mg·L-1; R2=0.99.
|
图 5 Nitrospira的基质半饱和常数及氧半饱和常数 Fig. 5 Nitrite half-saturation constant and oxygen half-saturation constant for Nitrospira |
在亚硝酸盐氧化菌的富集培养过程中, 基质浓度是影响Nitrospira富集的关键因素[22].然而由于Nitrospira的基质半饱和常数与Nitrobacter的基质半饱和常数相差不大, 在大多数的环境中Nitrospira和Nitrobacter会适应不同的生境而出现共存的现象, 因此对Nitrospira的单独富集相对比较困难[10, 11].本试验通过采用feed-batch的进水方式, 在严格控制反应器中混合液亚硝酸盐浓度始终不高于2 mg·L-1的情况下, 最终从污水处理系统中得到以Nitrospira为主的活性污泥, 之后对20℃下Nitrospira动力学参数的进一步研究也将有助于理解Nitrospira在污水处理系统中存在的条件以及对硝化反应发挥的作用.
在Nitrospira的富集培养过程中, 由于以仅含有亚硝酸盐的基质及反应器内较低的亚硝酸盐浓度作为选择压, 因此16S rRNA荧光原位杂交结果显示, 原始活性污泥中的AOB被彻底除去, 而NOB的大部分种属被淘汰, 只剩下唯一的硝化螺菌属Nitrospira, 占活性污泥总微生物量的75%左右.除此之外, 培养体系中残留的其他微生物多为异养菌, 占活性污泥总微生物的25%左右.这一现象的发生是由于实验中选择的污泥停留时间(10 d)远远高于Nitrospira的世代周期[23], 因此, 反应器死亡的微生物不断增加, 死亡微生物的增加及细胞自溶释放出的胞内聚合物(EPS)可以为异养菌的生长提供基质[24], 使得异养菌与Nitrospira同时存在于反应体系中.
此外, 活性污泥的硝化性能本质上是由污水处理系统中硝化菌的动力学参数决定的, 因此在污水处理厂的模拟与硝化系统设计时, 硝化菌的动力学参数是影响其运行的重要因素[25].然而, 由于硝化菌的动力学参数易受到培养条件, 污泥性质以及废水特性等诸多因素的影响[26], 其测定值在不同研究中通常会有较大的不同.文献[10, 27, 28]中报道的Nitrospira的基质半饱和常数KS通常在0.1~1.1 mg·L-1之间, 而氧半饱和常数KO则在0.13~1.69 mg·L-1之间, 通过比较不同文献中Nitrospira的动力学参数发现, 造成差异的主要原因在于测定时反应体系中是否存在基质或氧气的传质阻力.系统中基质及氧气的传质阻力通常包括以下3个方面：活性污泥絮体外部的传质阻力; 从向污泥絮体表面传质的阻力和絮体内部的传质阻力; 以及絮体内部向细胞体传质的阻力[29], 而这些阻力又与系统中溶解氧或基质浓度以及污泥絮体的特性(如絮体密度及絮体粒径)密切相关, 他们通过影响絮体内基质和氧气的可利用量从而进一步影响絮体内部的反应速率[29].在本实验中, 由于污泥经过长时间的富集培养且污泥龄控制在10 d左右, 反应器中污泥絮体相对较大, 絮体粒径约70~80 μm, 因此在传质阻力的影响下, 所得的KS和KO均高于Manser[28]的研究结果.同时Blackburne等[10]的研究也进一步证实了当絮体粒径较大时, 其基质半饱和常数也会相对较高.然而在实际的污水处理厂中, 污泥龄通常为15~22 d[8], 此时微生物分泌较多的EPS, 过多的EPS在空间位阻效应的影响下阻碍细胞之间的进一步接触, 不利于大絮体的形成[24], 同时Nitrospira形成的菌胶团也相对较小[8], 其KS和KO值也会相应有所减少.
综上所述, 实验采用与实际污水处理厂相近的运行方式从污水处理系统中富集Nitrospira, 所得结果更适于反映实际污水处理系统中Nitrospira的动力学特征, 可以为污水厂的设计与运行提供一定的参考.考虑到本研究仅采用荧光原位杂交技术对Nitrospira的属层面进行分析, 并未涉及到种层面, 因此在今后的研究中, 进行特定引物的全通量测序尤为必要, 以便进一步地明确Nitrospira的分类归属.
4 结论(1) 采用feed-batch的进水方式, 在严格控制反应器中混合液亚硝酸盐浓度始终不高于2mg·L-1的情况下, 可以成功富集以Nitrospira为主的活性污泥.经FISH分析显示Nitrospira占活性污泥总微生物量的(74.3±1.8)%.
(2) 在富集培养过程中, 由于SRT相对较长, 系统中出现Nitrospira与异养菌并存的现象, 且异养菌份额达25%左右.
(3) Nitrospira的最适生长温度为30~35℃.其亚硝酸盐氧化速率在15~35℃之间的温度影响因子KT为0.045℃-1, 温度修正系数τN为1.046.
(4) Nitrospira的基质半饱和常数为(0.32±0.03)mg·L-1, 氧半饱和常数为(1.52±0.09)mg·L-1.
致谢: 感谢西北水资源与环境生态教育部重点实验室对本研究的支持.感谢徐天凯、李佳琦、陈国燕、常蝶在实验方面提供的帮助.| [1] | Stackebrandt E, Goebel B M. Taxonomicnote:a place for DNA-DNA reassociationand 16S rRNA sequence analysis in the present species definitioninbacteriology[J]. International Journal of Systematic Bacteriology, 1994, 44(4): 846-849. |
| [2] | Tchobanoglous G, Burton F L. Wastewater engineering:treatment, disposal, and reuse (3rd ed.)[J]. New York:McGraw-Hill, 1991: 365-366. |
| [3] | Bartosch S, Wolgast I, Spieck E, et al. Identification of nitrite-oxidizing bacteria with monoclonal antibodies recognizing the nitrite oxidoreductase[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1999, 65(9): 4126-4133. |
| [4] |
方明亮. 低温条件下硝化污泥的驯化及其固定化[D]. 太原: 太原理工大学, 2013. 2-3. Fang M L. Research on cultivation and immobilization of nitrifying activated sludge in low temperature[D]. Taiyuan:Taiyuan University of Technology, 2013. 2-3. http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10112-1013355176.htm |
| [5] |
许洲. 特大型污水处理厂沿程氮分布规律研究[J]. 中国给水排水, 2015, 31(21): 77-80. Xu Z. Study on regularity of nitrogen distribution along treatment process in a super-sized wastewater treatment plant[J]. China Water & Wastewater, 2015, 31(21): 77-80. |
| [6] | Kim D J, Kim S H. Effect of nitrite concentration on the distribution and competition of nitrite-oxidizing bacteria in nitratation reactor systems and their kinetic characteristics[J]. Water Research, 2006, 40(5): 887-894. DOI:10.1016/j.watres.2005.12.023 |
| [7] | Daims H, Nielsen J L, Nielsen P H, et al. In situ characterization of Nitrospira-like nitrite-oxidizing bacteria active in wastewater treatment plants[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2001, 67(11): 5273-5284. DOI:10.1128/AEM.67.11.5273-5284.2001 |
| [8] | Yao Q, Peng D C. Nitrite oxidizing bacteria (NOB) dominating in nitrifying community in full-scale biological nutrient removal wastewater treatment plants[J]. AMB Express, 2017, 7(1): 1-11. DOI:10.1186/s13568-016-0313-x |
| [9] | Henze M, Harremoes P, Cour J J L, et al. Wastewater treatment:biological and chemical processes[M]. Berlin New York: Springer, 2002: 747-752. |
| [10] | Blackburne R, Vadivelu V M, Yuan Z G, et al. Kinetic characterisation of an enriched Nitrospira culture with comparison to Nitrobacter[J]. Water Research, 2007, 41(14): 3033-3042. DOI:10.1016/j.watres.2007.01.043 |
| [11] | Fujitani H, Aoi Y, Tsuneda S. Selective enrichment of two different types of Nitrospira-like nitrite-oxidizing bacteria from a wastewater treatment plant[J]. Microbes and Environments, 2013, 28(2): 236-243. DOI:10.1264/jsme2.ME12209 |
| [12] |
张宇坤, 王淑莹, 董怡君, 等. 游离氨和游离亚硝酸对亚硝态氮氧化菌活性的影响[J]. 中国环境科学, 2014, 34(5): 1242-1247. Zhang Y K, Wang S Y, Dong Y J, et al. Effect of FA and FNA on activity of nitrite-oxidising bacteria[J]. China Environmental Science, 2014, 34(5): 1242-1247. |
| [13] | 国家环境保护总局. 水和废水监测分析方法[M]. 第四版. 北京: 中国环境科学出版社, 2002: 105-271. |
| [14] |
王建龙, 吴立波, 齐星, 等. 用氧吸收速率(OUR)表征活性污泥硝化活性的研究[J]. 环境科学学报, 1999, 19(3): 225-229. Wang J L, Wu L B, Qi X, et al. Characterization of nitrification activity of activated sludge by oxygen uptake rate (OUR)[J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 1999, 19(3): 225-229. |
| [15] | Amann R I, Krumholz L, Stahl D A. Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmentalstudies in microbiology[J]. Journal of Bacteriology, 1990, 172(2): 762-770. DOI:10.1128/jb.172.2.762-770.1990 |
| [16] | Li B K, Irvin S, Baker K. The variation of nitrifying bacterial population sizes in a sequencing batch reactor (SBR) treating low, mid, high concentrated synthetic wastewater[J]. Journal of Environmental Engineering and Science, 2007, 6(6): 651-663. DOI:10.1139/S07-008 |
| [17] | Daims H, Brühl A, Amann R, et al. The domain-specific probe EUB 338 is insufficient for the detection of all bacteria:development and evaluation of a more comprehensive probe set[J]. Systematic and Applied Microbiology, 1999, 22(3): 434-444. DOI:10.1016/S0723-2020(99)80053-8 |
| [18] | Mobarry B K, Wagner M, Urbain V, et al. Phylogenetic probes for analyzing abundance and spatial organization of nitrifying bacteria[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1996, 62(2): 2156-2162. |
| [19] | Wagner M, Rath G, Koops H P, et al. In situ analysis of nitrifying bacteria in sewage treatment plants[J]. Water Science and Technology, 1996, 34(1-2): 237-244. |
| [20] |
张巍, 赵军, 郎咸明, 等. 硝化细菌在不同温度下对氮素的去除效能研究[J]. 环境科学与管理, 2010, 35(6): 83-86. Zhang W, Zhao J, Lang X M, et al. Study on the removal of nitrogen from wastewater using nitrobacteria at different temperature[J]. Environmental Science and Management, 2010, 35(6): 83-86. |
| [21] |
杨淑萍. 污水处理厂运行温度对污水处理效果的影响[J]. 现代农业科技, 2012(10): 274-275, 280. Yang S P. Influence of operation temperature on sewage treatment effect in sewage treatment plant[J]. Modern Agricultural Sciences and Technology, 2012(10): 274-275, 280. DOI:10.3969/j.issn.1007-5739.2012.10.167 |
| [22] | Tangkitjawisut W, Limpiyakorn T, Powtongsook S, et al. Differences in nitrite-oxidizing communities and kinetics in a brackish environment after enrichment at low and high nitrite concentrations[J]. Journal of Environmental Sciences, 2016, 42: 41-49. DOI:10.1016/j.jes.2015.07.014 |
| [23] |
朱亚文. 复合式动态膜生物反应器强化脱氮的性能研究[D]. 南京: 东南大学, 2011. 28-31. Zhu Y W. Performance of enhanced nitrogen removal in hybrid dynamic membrane bioreactor[D]. Nanjing:Southeast University, 2011. 28-31. |
| [24] |
朱哲, 李涛, 王东升, 等. 不同泥龄下活性污泥絮体性状的研究[J]. 环境化学, 2009, 28(1): 10-15. Zhu Z, Li T, Wang D S, et al. Effect of solids retention time on floccharacteristics[J]. Environmental Chemistry, 2009, 28(1): 10-15. |
| [25] |
卢欢亮, 胡志荣, 叶向东, 等. 硝化菌最大比增长速率常数的实测与应用[J]. 给水排水, 2015, 41(2): 44-47. Lu H L, Hu Z R, Ye X D, et al. Measurement and application of maximum specific growth rate constant of nitrifier[J]. Water & Wastewater Engineering, 2015, 41(2): 44-47. |
| [26] |
刘芳, 陈季华, 顾国维. ASM-CN模型中主要动力学参数的测定研究[J]. 东华大学学报(自然科学版), 2005, 31(3): 20-25. Liu F, Chen J H, Gu G W. Study on measurement of kinetic parameters in ASM-CN model[J]. Journal of Donghua University, 2005, 31(3): 20-25. |
| [27] | Nowka B, Daims H, Spieck E. Comparison of oxidation kinetics of nitrite-oxidizing bacteria:nitrite availability as a key factor in niche differentiation[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(2): 745-753. DOI:10.1128/AEM.02734-14 |
| [28] | Manser R. Population dynamics and kinetics of nitrifying bacteria in membrane and conventional activated sludge plants[D]. Zurich:Swiss Federal Institute of Technology, 2005. 54-58. |
| [29] | Wilén B M, Gapes D, Keller J. Determination of external and internal mass transfer limitation in nitrifying microbial aggregates[J]. Biotechnology and Bioengineering, 2004, 86(4): 445-457. DOI:10.1002/bit.v86:4 |