2017, Vol. 38
锰 (manganese, Mn) 在陆地和水体中含量丰富，是人体必需的微量元素[1, 2]，然而经呼吸道、消化道或皮肤摄入过量的锰会引起人体锰中毒[3].近年来，一些行业大量使用含锰金属和含锰氧化物，锰污染物不可避免地进入生态系统中[4]，严重地污染了地下水和饮用水，影响人类的健康[5].目前，锰污染的治理常采用生物除锰法，借助锰氧化细菌将可溶性Mn (Ⅱ) 氧化成不溶的锰氧化物沉淀，经过滤得以除去[6].生物除锰法较传统的除锰方法如硫化物沉淀法[7]、吸附法[8]和离子交换法[9]等方法具有成本低，能耗小，专一性强等优点.
锰氧化细菌广泛存在于淡水、海水和土壤等自然环境中[6, 10]，对锰的氧化起着重要的作用.国内外学者对锰氧化细菌的锰氧化机制做了大量的研究.目前普遍认为，微生物氧化锰与多铜氧化酶 (multicopper oxidase, MCO) 的催化作用有关[6, 11]. MCO是一个结构功能各异的蛋白质家族，以Cu (Ⅱ) 为辅因子，能够氧化Fe (Ⅱ)、Mn (Ⅱ) 等无机离子和酚醛等有机物[12, 13].一些编码MCO的基因陆续被发现，Bacillus sp. SG-1里mnxG基因，Pseudomonas putida里GB-1和MnB1，Leptothrix discophora SS1里mofA基因[6, 10].芽孢杆菌属 (Bacillus)、假单胞菌属 (Pseudomonas)、土微菌属 (Pedomicrobium)、披毛菌属 (Gallionella) 和纤发菌属 (Leptothrix) 等属中陆续报道发现了一些锰氧化细菌[14]，然而仅有假单胞菌属、芽孢杆菌属、土微菌属和纤发菌属细菌作为模式菌株.因此，筛选新型的锰氧化细菌和探索其锰氧化的机制显得尤为重要.
本研究从锰矿土壤中筛选纯化得到1株锰氧化菌Arthrobacter sp. HW-16，对该菌Mn (Ⅱ) 氧化能力和耐受性，环境因子对该菌株HW-16氧化Mn (Ⅱ) 的影响进行了研究，同时对菌株HW-16氧化Mn (Ⅱ) 的机制做了初步的探讨，以期为该菌应用于锰废水治理提供理论基础.
1 材料与方法 1.1 主要培养基牛肉膏蛋白胨培养基 (BET)(L-1)：牛肉浸膏, 3 g; 蛋白胨, 10 g; NaCl 5 g, pH 7.0~7.1.
PYCM培养基[15](L-1)：牛肉浸膏, 3 g; 胰蛋白胨, 10 g; NaCl 5 g; MnSO4·H2O, 9.218 g (锰终质量浓度为3 000 mg·L-1, PYCM-3000) 或6.645 g (锰终质量浓度为2 000 mg·L-1, PYCM-2000) 或3.073 g (锰终质量浓度为1 000 mg·L-1, PYCM-1000), pH 7.0~7.1.
LB培养基 (L-1)：胰蛋白胨, 10 g; 酵母浸出物, 5 g; NaCl 10 g, pH 7.0~7.2.
1.2 菌株的分离纯化与鉴定称取5 g锰矿土壤 (锰质量分数为4.46%)，加入至100 mL无菌水中，200 r·min-1、30℃下振摇1 h.土壤水混合物于4 000 r·min-1下离心5 min.吸取5 mL上清液，分别加入至100 mL BET培养基，PYCM-1000培养基，PYCM-2000和PYCM-3000培养基中，200 r·min-1、30℃下培养4 d.待培养结束后，用TIANamp Bacteria DNA试剂盒 (天根科技，北京) 提取各样品里细菌总DNA，细菌总DNA经检测后送于上海美吉生物医药科技有限公司进行高通量测序，以确定来源于锰矿土壤里的微生物在不同浓度锰离子驯化条件下微生物群落结构的改变.
吸取5 mL PYCM-3000里的菌液，加入至100 mL PYCM-3000培养基, 200 r·min-1、30℃下培养3 d.以3 d为1个循环，依此驯化5个循环.将驯化后的菌液进行梯度稀释，吸取10-5、10-6、10-7和10-8稀释度的菌液各0.1 mL, 涂布于PYCM-3000平板上，然后置于30℃培养箱中培养1 d.挑取平板上长势较好的单菌落，划线于PYCM-3000平板上，依此挑取单菌落划线传代培养6次.
菌株生理生化试验参照文献[16].采用TIANGEN DNA提取试剂盒 (天根生化科技，北京) 提取细菌总DNA.使用细菌通用引物[17](27F, 5′-AGA GTT TGA TCC TGG CTC AG-3′; 1492R, 5′-GGT TAC CTT GTT ACG ACT T-3′) 来扩增菌株16S rDNA基因. PCR产物经纯化后送于武汉擎科创新生物科技有限公司测序.将测得的16S rDNA序列上传至NCBI中与已知的16S rDNA比对，使用MEGA6[18]软件构建系统进化树.
1.3 菌株Mn (Ⅱ) 氧化能力和Mn (Ⅱ) 耐受性检测挑取上述纯化的单菌落，接种于100 mL LB培养基中，30℃下培养16 h.将菌液于5 000 r·min-1下离心10 min，用无菌水重悬菌株至菌液D600值为1，该溶液作为菌株种子菌液备用.
采取1%的接种率，将菌株种子溶液 (D600=1) 接种至PYCM-3000培养基中，200 r·min-1、30℃下培养6 d.每12 h测定菌液的D600值和上清液中Mn (Ⅱ) 的质量浓度，绘制生长曲线.此外，将菌株种子溶液 (D600=1) 按1%接种率接种至含500~6 000 mg·L-1 Mn (Ⅱ) 的PYCM培养基中，于相同条件下培养24 h后，测定菌液D600值，培养基pH和上清液中Mn (Ⅱ) 的质量浓度. Mn (Ⅱ) 质量浓度的测定采用甲醛肟分光光度法[19].
探究PYCM-3000培养基里锰存在的形态及其含量的变化，取10 mL PYCM-3000培养基里培养24 h后的菌液，于12 000 r·min-1下离心10 min，上清液经0.22 μm微孔滤膜过滤后测定Mn (Ⅱ) 质量浓度 (游离态锰质量浓度)；将离心后的菌体用10 mL 50 mmol·L-1 CuSO4溶液复溶[20]，100 r·min-1、4℃下振荡48 h[确保Mn (Ⅱ) 彻底被Cu (Ⅱ) 置换出]，于12 000 r·min-1下离心10 min，上清液经0.22 μm微孔滤膜过滤后测定Mn (Ⅱ) 质量浓度 (吸附态锰质量浓度)；离心后的沉淀经无菌水洗涤后用10 mL 20 mmol·L-1盐酸羟胺浸泡12 h[将高价态锰还原为Mn (Ⅱ)]，于12 000 r·min-1下离心10 min，上清液经0.22 μm微孔滤膜过滤后测定Mn (Ⅱ) 质量浓度 (沉淀态锰质量浓度).
1.4 环境因子对Mn (Ⅱ) 氧化的影响将菌株种子溶液 (D600=1) 按1%接种率接种于PYCM-3000培养基中.在探究最适温度实验中，培养基pH为7，将培养物分别置于10、15、20、25、30、35或40℃下，200 r·min-1培养24 h.在探究最适pH实验中，调节PYCM-3000培养基初始pH为4、5、6、7、8、9或10，培养物于200 r·min-1、30℃下培养24 h.在探究最适盐度实验中，培养基pH为7.0，用NaCl调节PYCM-3000培养基盐度 (NaCl质量浓度) 为1%、3%、5%、7%、9%、11%或13%，培养物于200 r·min-1、30℃下培养24 h.在探究最适溶氧度实验中，培养基pH为7.0，调节转速为0、40、80、120、160或200 r·min-1，培养物于30℃下培养24 h.
待培养结束后，测定菌液的D600值，培养基pH值和上清液中Mn (Ⅱ) 的质量浓度.
1.5 Mn (Ⅱ) 氧化过程中Mn (Ⅲ) 的检测Mn (Ⅲ) 能与焦磷酸钠形成稳定的络合物，并在480 nm处有最大吸收峰[21].将菌株种子溶液 (D600=1) 按1%接种率接种至BET和PYCM-3000培养基中，200 r·min-1、30℃下培养144 h.每隔24 h，分别向10 mL BET培养基中的菌液 (MnSy)，10 mL PYCM培养基中的菌液 (MySy)，以及10 mL PYCM-3000培养基 (MySn) 加入1 mL 10 mmol·L-1焦磷酸钠溶液，30℃下反应2 h，反应液经0.22 μm微孔滤膜过滤后于酶标仪 (Thermo, USA) 上测定D480下的光密度以确定Mn (Ⅲ)-焦磷酸钠络合物的含量.
1.6 锰氧化活性因子分布定位将菌株种子溶液 (D600=1) 按1%接种率接种至BET和PYCM-3000培养基中，200 r·min-1、30℃下培养144 h.待培养结束后，取10 mL PYCM-3000培养基里的菌液于4 000 r·min-1、4℃下离心10 min，保留上清液 (YS)；取3份10 mL菌液于2 500 r·min-1、4℃下离心2 min，保留1份含菌株的上清液 (YP)，另2份上清液 (YP) 于4 000 r·min-1、4℃下离心10 min，收集菌体，菌株经1.0 mol·L-1 Tris-HCl (pH 7.0) 洗涤两次后于10 mL 1.0 mol·L-1 Tris-HCl (pH 7.0) 中重悬，保留1份菌悬液 (YJ)，另1份菌悬液经超声破碎 (100 W，工作5 s，间歇5 s)20 min后，裂解液于8 000 r·min-1下离心5 min，保留裂解上清液 (YL).按相同方法，从BET培养基中处理得到的各部分液体或菌体依次记为NS、NP、NJ和NL.将1 mL 3 000 mg·L-1 MnSO4溶液分别加入至YS、YP、YJ、YL、NS、NP、NJ、NL以及10 mL无菌水 (对照组) 中，于200 r·min-1、30℃下反应4 h后测定上清液中Mn (Ⅱ) 质量浓度.
1.7 数据计算与分析Mn (Ⅱ) 氧化率=100%×(ρ0-ρ1)/ρ0
式中，ρ0为上清液中初始Mn (Ⅱ) 质量浓度 (mg·L-1)，ρ1为上清液中最终Mn (Ⅱ) 质量浓度 (mg·L-1).
T检验用于差异性分析，P < 0.05或P < 0.01作为显著性水平.实验中每个处理做3次，标准差由Microsoft Excel计算而来.
2 结果与讨论 2.1 微生物群落结构的变化图 1揭示了来源于锰矿土壤中的微生物在不同Mn (Ⅱ) 浓度培养基里培养4 d后微生物群落结构在属水平上的不同.在牛肉膏蛋白胨培养基 (BET) 里，肠杆菌属 (Enterobacter) 和芽孢杆菌属 (Bacillus) 为优势属，相对丰度分别为32.14%和11.12%, 也存在少量节杆菌属 (Arthrobacter)(2.24%).在PYCM-1000培养基里，优势属为节杆菌属 (Arthrobacter)(24.29%)、盐杆菌属 (Halobacterium)(19.27%)、肠杆菌属 (Enterobacter)(10.28%)、芽孢杆菌属 (Bacillus)(9.27%) 和硝化螺菌属 (Nitrospira)(5.73%).在PYCM-2000培养基中，优势属为节杆菌属 (Arthrobacter)(57.39%)、假单胞菌属 (Pseudomonas)(7.28%)、纤毛菌属 (Leptothrix)(6.25%) 和柠檬酸杆菌属 (Citrobacter)(5.43%).与PYCM-2000里微生物种类相比，PYCM-3000培养基中优势属仍然为节杆菌属 (Arthrobacter)、假单胞菌属 (Pseudomonas)、纤毛菌属 (Leptothrix) 和柠檬酸杆菌属 (Citrobacter)，相对丰度分别为78.12%、4.37%、3.24%和3.59%.由此可见，高浓度Mn (Ⅱ) 能够抑制一些种类细菌的生长，对Mn (Ⅱ) 具有较高耐受性的细菌得以富集，因而不同Mn (Ⅱ) 浓度培养基里的微生物群落结构不同.最新报道表明，柠檬酸杆菌属 (Citrobacter) 和节杆菌属 (Arthrobacter) 中也存在一些锰氧化细菌[14, 22]，该研究为定向筛选高浓度Mn (Ⅱ) 耐受性菌株提供了理论依据.
|
图 1 16S rDNA基因高通量测序确定不同驯化条件下微生物群落结构 Fig. 1 Microbial community composition in different acclimation conditions as determined by Illumina sequencing of 16S rDNA genes |
从PYCM-3000培养基中经初筛、复筛和分离纯化获得1株锰氧化细菌，将其命名为HW-16.该菌株HW-16在BET固体培养基上生长的单菌落呈圆形，乳白色，表面湿润，边缘整齐[图 2(a)].在PYCM-3000固体培养基生长的单菌落呈棕褐色[图 2(b)].革兰氏染色知该菌株为杆菌.生理生化结果如表 1所示，初步认定菌株HW-16属于Arthrobacter属[16].菌株HW-16的16S rDNA (GenBank ID: KY173031) 上传至NCBI里与已知16S rDNA序列进行比对，该1 487 bp的片段与已知的菌株Arthrobacter sp. FB24 (Accession number: NR 074590.1) 的16S rDNA序列显示出99%的相似性且两者位于系统进化树的同一支上 (图 3).基于生理生化试验和16S rDNA序列分析，菌株HW-16可鉴定为Arthrobacter sp.菌株.
|
(a) 菌株HW-16在BET培养基上生长的单菌落；(b) 菌株HW-16在PYCM-3000培养基上生长的单菌落 图 2 菌株HW-16的菌落形态 Fig. 2 Colony morphology of strain HW-16 |
|
表 1 菌株HW-16主要的生理生化特征1) Table 1 Main physiological-biochemical properties of strain HW-16 |
|
图 3 基于16S rDNA序列的系统进化树 Fig. 3 Phylogenetic tree based on 16S rDNA sequences |
菌液D600值、培养基pH和Mn (Ⅱ) 氧化率在菌株培养期间发生变化如图 4所示.从接种至48 h为调整期 (在图 4上未明确反映出来) 和对数期，菌株HW-16生长较快. 48 h后，菌株HW-16进入稳定期，D600接近0.83，基于平板计数细菌总数为1.12×1010~2.39×1010 cfu·mL-1.第120 h后，D600略微减小. Mn (Ⅱ) 的氧化率变化与生长曲线的变化基本保持一致.在第120 h，Mn (Ⅱ) 氧化率达到最大值66.28%，此时菌体达到饱和.随后Mn (Ⅱ) 氧化率逐渐降低至第144 h下的64.49%.培养基pH从接种时的7.06降低至第24 h下的6.48，随后逐渐上升至第144 h下的8.21.数据分析显示，第24 h下的pH明显低于第144 h下的pH (P < 0.01).该结果表明，在培养初期，菌株HW-16产生了酸性中间产物，随后菌株HW-16逐渐产生碱性代谢物.此外，实验中逐渐出现棕色沉淀，推断Mn (Ⅱ) 转化为沉淀.尽管菌株HW-16的最大Mn (Ⅱ) 氧化率 (66.28%) 低于混合菌群Idiomarina、Nitratireductor和Algorihagus培养于1 mmol·L-1 Mn (Ⅱ) 培养基下的最大Mn (Ⅱ) 氧化率 (72%)，然而当Mn (Ⅱ) 质量浓度超过5 mmol·L-1时，混合菌群的Mn (Ⅱ) 氧化率低于20%[1].由此可见，菌株HW-16对于含锰污水的治理具有巨大的应用情景.
|
数据为3个样品的平均值，误差线代表标准误差，下同 图 4 菌株在144 h下的生长曲线和Mn (Ⅱ) 氧化率 Fig. 4 Growth curve and Mn (Ⅱ) oxidation efficiency of strain HW-16 during 144 h |
如图 5(a)所示，菌株HW-16在含低质量浓度 (≤2 000 mg·L-1) Mn (Ⅱ) 培养基下明显生长得较好 (P < 0.05)，最大D600值 (0.94) 于500 mg·L-1 Mn (Ⅱ) 下取得，菌株HW-16在含高质量浓度 (≥5 500 mg·L-1) Mn (Ⅱ) 的培养基里几乎不生长. Mn (Ⅱ) 氧化率最大值在Mn (Ⅱ) 质量浓度为3 000 mg·L-1下取得，明显高于2 500 mg·L-1和3 500 mg·L-1下的Mn (Ⅱ) 氧化率 (P < 0.05)，以及其他Mn (Ⅱ) 质量浓度下的Mn (Ⅱ) 氧化率 (P < 0.01).当Mn (Ⅱ) 浓度低于3 500 mg·L-1时，各培养基pH均接近6.48；当Mn (Ⅱ) 质量浓度高于3 500 mg·L-1时，培养基pH随着菌株生长愈发受到抑制而变化较小 (培养基初始pH为7.06).该结果表明，当Mn (Ⅱ) 质量浓度超过3 000 mg·L-1时，菌株HW-16受到Mn (Ⅱ) 毒害加深而不能氧化更多的Mn (Ⅱ)，而当Mn (Ⅱ) 浓度低于3 000 mg·L-1时，菌株HW-16为生存而氧化更多的Mn (Ⅱ). Mongodin等[23]报道Arthrobacter属细菌能够在含低营养和有毒化学物等恶劣环境下生长.
|
图 5 菌株HW-16 Mn (Ⅱ) 耐受性和锰形态 Fig. 5 Mn (Ⅱ) tolerance of strain HW-16 and forms of manganese |
如图 5(b)所示，游离态锰质量浓度从3 000 mg·L-1降低至第120 h下的1 011 mg·L-1，然后逐渐升高至第144 h下的1 065.3 mg·L-1，由于菌株HW-16的些许死亡 (第120 h后D600值下降).沉淀态锰在接种后的24 h内快速积累，然后逐渐增加到第144 h下的1 810 mg·L-1.与此同时，吸附态锰缓慢地积累至第120 h下的197.4 mg·L-1，随后逐渐降低至第144 h下的124.7 mg·L-1.该结果表明，上清液中游离态锰主要转变为沉淀态锰，少量被吸附在菌体表面.该结果与Aminobacter sp. H1[20]在180 h内沉淀形态锰含量高于吸附态锰含量的结果不同.
2.5 环境因子对菌株HW-16的影响如图 6(a)所示，菌株HW-16能够在较宽温度范围内生长，在30℃下生长得最好，明显优于在25℃(P < 0.05) 以及其他温度 (P < 0.01) 下的生长.当温度低于30℃时，Mn (Ⅱ) 氧化率随着菌株HW-16生物量的增加而变大；当温度达到35℃时，菌株HW-16生长受到影响，因而Mn (Ⅱ) 氧化率降低；当温度达到40℃时，菌株HW-16生长进一步受到影响，然而Mn (Ⅱ) 氧化率却达到最大值 (47.89%).高温能够增加表面活性和动能[24]，因而促使Mn (Ⅱ) 氧化加强.
|
(a) 温度对菌株HW-16的影响；(b) pH对菌株HW-16的影响； (c) 盐度对菌株HW-16的影响；(d) 溶氧量对菌株HW-16的影响 图 6 菌株HW-16在不同培养条件下的生物量和Mn (Ⅱ) 氧化率 Fig. 6 Biomass and Mn (Ⅱ) oxidation efficiency of strain HW-16 in different culture conditions |
如图 6(b)所示，菌株HW-16在pH 6、7或8下的生长得较好，在pH 5或9下生长得较差 (P < 0.01)，在pH 4或10下生长得最差 (P < 0.01). Mn (Ⅱ) 的氧化率随着pH的升高而变大，于pH 10下达到最大值90.52%.当pH < 7时，Mn (Ⅱ) 氧化率主要由菌株数量决定；当pH>7，Mn (Ⅱ) 氧化率由pH决定[25]，此时Mn (Ⅱ) 与氢氧根形成沉淀而导致Mn (Ⅱ) 氧化率升高.此外，pH亦影响酶的活性，进而影响菌的生长和Mn (Ⅱ) 氧化率.
如图 6(c)所示，高盐度 (≥9%) 明显抑制菌株HW-16的生长 (P < 0.01)，盐度越高，菌株HW-16生长受到的抑制越大. Mn (Ⅱ) 氧化率随着盐度的升高而减小，而培养基pH的变化趋势与D600值的变化趋势相反.由此可见，盐度影响菌株HW-16的生长，进而影响了Mn (Ⅱ) 的氧化率.
如图 6(d)所示，菌株HW-16为好氧细菌，培养时的转速越大，溶氧量越高，因而菌株生长得越好，Mn (Ⅱ) 氧化成高价态也需要氧，因而Mn (Ⅱ) 氧化率随转速的增大而变大，而培养基pH的变化趋势依然与D600值得变化趋势相反.
2.6 菌株HW-16氧化Mn (Ⅱ) 机制的初探用10 mmol·L-1焦磷酸钠捕捉菌株HW-16于PYCM-3000培养基里培养24 h后培养液中的Mn (Ⅲ)，紫外扫描显示480 nm处有明显吸收峰[图 7(a)]，该结果表明溶液中存在的Mn (Ⅲ) 与焦磷酸钠形成了络合物.
|
图 7 菌悬液中Mn (Ⅲ) 的含量 Fig. 7 Contents of Mn (Ⅲ) in the bacterial suspension |
如图 7(b)所示，实验组 (MySy) 培养液的D480值在0~120 h内逐渐增加，120 h后略微减小.对照组 (MnSy和MySn) 培养液的D480在144 h内几乎没有变化.该结果表明，菌株HW-16在氧化Mn (Ⅱ) 的过程中，有Mn (Ⅲ) 中间体的形成. Mn (Ⅱ) 氧化成中间态Mn (Ⅲ) 是必要的[6, 26]，Mn (Ⅲ) 能够与水反应形成MnO2沉淀.
如图 8所示，来源于菌株HW-16的各部分溶液对Mn (Ⅱ) 氧化效果不同，有锰体系里的Mn (Ⅱ) 氧化率明显高于无锰体系里的Mn (Ⅱ) 氧化率，且两种体系里各部分溶液对Mn (Ⅱ) 的氧化能力强弱呈现出一致性，即菌株悬液>上清液>菌体>裂解液.该结果与来源于菌株Aminobacter sp. H1[20]各部分溶液对Mn (Ⅱ) 的氧化能力强弱顺序有所不同.菌株HW-16氧化Mn (Ⅱ) 主要是菌株释放锰氧化活性因子的结果. Mn (Ⅱ) 氧化活性因子在细胞内合成后，主要分泌到细胞外环境或吸附在菌体细胞表面 (经Tris-HCl洗涤后的菌株仍有较大的Mn (Ⅱ) 氧化率).
|
图 8 菌株HW-16锰氧化活性因子定位 Fig. 8 Location of the Mn (Ⅱ) oxidizing active factors in strain HW-16 |
(1) 利用高质量浓度Mn (Ⅱ) 选择性培养基筛选到1株高效氧化Mn (Ⅱ) 的菌株Arthrobacter sp. HW-16，在含3 000 mg·L-1培养基里，菌株HW-16最大Mn (Ⅱ) 氧化率达66.28%.此外，菌株HW-16的Mn (Ⅱ) 耐受质量浓度达5 000 mg·L-1.
(2) 在菌株驯化的过程中，发现不同Mn (Ⅱ) 浓度下微生物群落结构不同.一些锰氧化细菌如节杆菌属、假单胞菌属、纤毛菌属和柠檬酸杆菌属的细菌逐渐成为优势菌属.
(3) 环境因子如pH、温度、盐度等影响菌株HW-16的生长和Mn (Ⅱ) 氧化率.高温 (≥40℃) 有助于Mn (Ⅱ) 氧化. pH < 7时，Mn (Ⅱ) 氧化主要由菌株HW-16决定，而当pH>7时，Mn (Ⅱ) 主要转化为氢氧化沉淀而使得Mn (Ⅱ) 氧化率增大.盐度和溶氧度影响菌株的生长，进而影响Mn (Ⅱ) 氧化率.
(4) Arthrobacter sp. HW-16主要通过产生锰氧化活性因子和释放碱性产物 (培养后期培养基pH升高) 提高体系pH这两种方式来催化氧化Mn (Ⅱ).菌株HW-16将体内合成的锰氧化活性因子一部分分泌至细胞外环境，一部分留在菌体细胞表面，因而3种形态锰的含量会发生变化. Mn (Ⅱ) 被氧化为Mn (Ⅲ)，随后Mn (Ⅲ) 水解产生MnO2而转化为沉淀.
| [1] | Zhou H, Pan H X, Xu J Q, et al. Acclimation of a marine microbial consortium for efficient Mn (Ⅱ) oxidation and manganese containing particle production[J]. Journal of Hazardous Materials, 2016, 304: 434–440. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2015.11.019 |
| [2] | Omri A, Benzina M. Removal of manganese (Ⅱ) ions from aqueous solutions by adsorption on activated carbon derived a new precursor:Ziziphus spina-christi seeds[J]. Alexandria Engineering Journal, 2012, 51(4): 343–350. DOI: 10.1016/j.aej.2012.06.003 |
| [3] | Zhu Y H, Li S, Teng X H. The involvement of the mitochondrial pathway in manganese-induced apoptosis of chicken splenic lymphocytes[J]. Chemosphere, 2016, 153: 462–470. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2016.03.081 |
| [4] | Baker T J, Tyler C R, Galloway T S. Impacts of metal and metal oxide nanoparticles on marine organisms[J]. Environmental Pollution, 2014, 186: 257–271. DOI: 10.1016/j.envpol.2013.11.014 |
| [5] | Frančišković-Bilinski S, Bilinski H, Grbac R, et al. Multidisciplinary work on barium contamination of the karstic upper Kupa River drainage basin (Croatia and Slovenia); calling for watershed management[J]. Environmental Geochemistry and Health, 2007, 29(1): 69–79. DOI: 10.1007/s10653-006-9077-6 |
| [6] | Tebo B M, Johnson H A, McCarthy J K, et al. Geomicrobiology of manganese (Ⅱ) oxidation[J]. Trends in Microbiology, 2005, 13(9): 421–428. DOI: 10.1016/j.tim.2005.07.009 |
| [7] | Bryson A W, Bijsterveld C H. Kinetics of the precipitation of manganese and cobalt sulphides in the purification of a manganese sulphate electrolyte[J]. Hydrometallurgy, 1991, 27(1): 75–84. DOI: 10.1016/0304-386X(91)90079-2 |
| [8] | Jusoh A B, Cheng W H, Low W M, et al. Study on the removal of iron and manganese in groundwater by granular activated carbon[J]. Desalination, 2005, 182(1-3): 347–353. DOI: 10.1016/j.desal.2005.03.022 |
| [9] | Shafaei A, Rezayee M, Arami M, et al. Removal of Mn2+ ions from synthetic wastewater by electrocoagulation process[J]. Desalination, 2010, 260(1-3): 23–28. DOI: 10.1016/j.desal.2010.05.006 |
| [10] | Tebo B M, Bargar J R, Clement B G, et al. Biogenic manganese oxides:properties and mechanisms of formation[J]. Annual Review of Earth and Planetary Sciences, 2004, 32: 287–328. DOI: 10.1146/annurev.earth.32.101802.120213 |
| [11] | Francis C A, Tebo B M. Enzymatic manganese (Ⅱ) oxidation by metabolically dormant spores of diverse Bacillus species[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2002, 68(2): 874–880. DOI: 10.1128/AEM.68.2.874-880.2002 |
| [12] | Butterfield C N, Tao L Z, Chacón K N, et al. Multicopper manganese oxidase accessory proteins bind Cu and heme[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Proteins and Proteomics, 2015, 1854(12): 1853–1859. DOI: 10.1016/j.bbapap.2015.08.012 |
| [13] | Schlosser D, Hfer C. Laccase-catalyzed oxidation of Mn2+ in the presence of natural Mn3+ chelators as a novel source of extracellular H2O2 production and its impact on manganese peroxidase[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2002, 68(7): 3514–3521. DOI: 10.1128/AEM.68.7.3514-3521.2002 |
| [14] | Tang W W, Xia J, Zeng X P, et al. Biological characteristics and oxidation mechanism of a new manganese-oxidizing bacteria FM-2[J]. Bio-Medical Materials and Engineering, 2014, 24(1): 703–709. |
| [15] | Xu J C, Chen G, Huang X F, et al. Iron and manganese removal by using manganese ore constructed wetlands in the reclamation of steel wastewater[J]. Journal of Hazardous Materials, 2009, 169(1-3): 309–317. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2009.03.074 |
| [16] | 东秀珠, 蔡妙英. 常见细菌系统鉴定手册[M]. 北京: 科学出版社, 2001. Dong X Z, Cai M Y. Common bacterial identification system manual[M]. Beijing: Science Press, 2001. |
| [17] | Lane D J. 16S/23S rRNA sequencing[A]. In:Stackebrandt E, Goodfellow M (Eds.). Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics[M]. New York:John Wiley and Sons Inc, 1991. 115-175. |
| [18] | Tamura K, Stecher G, Peterson D, et al. MEGA6:molecular evolutionary genetics analysis version 6.0[J]. Molecular Biology and Evolution, 2013, 30(12): 2725–2729. DOI: 10.1093/molbev/mst197 |
| [19] | APAH. Standard methods for the examination of water and wastewater (20th ed.)[M]. Washington, D. C., USA:American Public Health Association, 1998. |
| [20] | 晏平, 姜理英, 陈建孟, 等. 锰氧化菌Aminobacter sp. H1的分离鉴定及其锰氧化机制研究[J]. 环境科学, 2014, 35(4): 1428–1436. Yan P, Jiang L Y, Chen J M, et al. Isolation and identification of Mn oxidizing bacterium Aminobacter sp. H1 and its oxidation mechanism[J]. Environmental Science, 2014, 35(4): 1428–1436. |
| [21] | Webb S M, Dick G J, Bargar J R, et al. Evidence for the presence of Mn (Ⅲ) intermediates in the bacterial oxidation of Mn (Ⅱ)[J]. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America, 2005, 102(15): 5558–5563. DOI: 10.1073/pnas.0409119102 |
| [22] | 许旭萍, 王芳, 李敏. Arthrobacter echigonensis介导生物氧化锰形成的机制及生物氧化锰的成分[J]. 环境科学, 2011, 32(6): 1772–1777. Xu X P, Wang F, Li M. Biogenic manganese oxides component and formation mechanisms catalysed by Arthrobacter echigonensis[J]. Environmental Science, 2011, 32(6): 1772–1777. |
| [23] | Mongodin E F, Shapir N, Daugherty S C, et al. Secrets of soil survival revealed by the genome sequence of Arthrobacter aurescens TC1[J]. PLoS Genetics, 2006, 2(12): e214. DOI: 10.1371/journal.pgen.0020214 |
| [24] | Vijayaraghavan K, Yun Y S. Utilization of fermentation waste (Corynebacterium glutamicum) for biosorption of Reactive Black 5 from aqueous solution[J]. Journal of Hazardous Materials, 2007, 141(1): 45–52. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2006.06.081 |
| [25] | Zhang W S, Cheng C Y, Pranolo Y. Investigation of methods for removal and recovery of manganese in hydrometallurgical processes[J]. Hydrometallurgy, 2010, 101(1-2): 58–63. DOI: 10.1016/j.hydromet.2009.11.018 |
| [26] | Patil D S, Chavan S M, Oubagaranadin J U K. A review of technologies for manganese removal from wastewaters[J]. Journal of Environmental Chemical Engineering, 2016, 4(1): 468–487. DOI: 10.1016/j.jece.2015.11.028 |