2017, Vol. 38
2. 暨南大学化学系, 广州 510632;
3. 广州市海林电子科技发展有限公司, 广州 510407
2. Department of Chemistry, Jinan University, Guangzhou 510632, China;
3. Guangzhou Hailin Electronic Technology Co., Ltd., Guangzhou 510407, China
十溴联苯醚(BDE-209)作为溴系阻燃剂的主要代表，因其原料成本低，防火性能好、相对低的毒性等特点而被广泛应用到装潢材料、家电等日常用品中[1].由于BDE-209一般是通过物理方式添加到高分子聚合物之中，在产品的生产、使用和处置过程中，BDE-209极易释放到环境中，在一些区域特别是在一些电子垃圾拆解地的土壤、空气、水体沉积物中有着很高的含量[2~5].水体沉积物是水环境中生物生存的重要场所，研究发现我国沉积物中BDE-209的污染状况是比较严重的，如邱孟德等[6]在研究珠江三角洲某一区域多溴联苯醚(PBDES)的分布时发现在河涌沉积物中PBDEs的平均含量为0.18 mg·kg-1，BDE-209的平均含量达到了0.17 mg·kg-1，占据了PBDEs总量的90%以上，Wang等[7]在研究上海河流沉积物中PBDEs的生态风险时发现BDE-209的含量达到了0.19 mg·kg-1，超过了剩余其他51种PBDEs含量之和.沉积物中的PBDEs会解析到水体中，水生生物从水体或者沉积物中吸收、累积PBDEs，最终通过食物链的途径危害到人类的身体健康[8].目前，对于土壤、沉积物环境中BDE-209的处理方法主要有物理法、化学法和生物法[9]，而植物修复法因其成本低、应用范围广等特点已逐渐成为人们研究的热点，土壤、沉积物中的BDE-209通过植物根系-微生物系统，一部分被植物和微生物吸收转化降解，一部分储存在植物体中.现有研究主要集中在该体系中不同植物的修复效果以及污染物在该体系中的去除机制，对于外源微生物强化植物修复沉积物中BDE-209的研究较少[9~11].本实验通过盆栽试验模拟沉积物环境，以经过初步筛选出的对沉积物中BDE-209具有较好去除作用的河涌边常见、具有较大生物量和顽强生命力的挺水植物再力花为修复植物，以本课题组筛选出的对BDE-209具有较好降解效果的微生物短短芽孢杆菌(Brevibacillus brevis)和铅黄肠球菌(Enterococcus casseliflavus)作为外源菌，探讨了不同外源菌对植物修复的影响，以及不同处理组沉积物中微生物的数量和碳源利用能力的差异，以期为沉积物环境中BDE-209的植物-微生物联合修复提供理论基础和依据.
1 材料与方法 1.1 供试材料供试植物：再力花(Thalia dealbata)，购买于广州市花卉市场.前期研究表明其对沉积物中BDE-209具有较好的去除效果[12].
供试基质：基质采自华南农业大学试验田，其基本理化性质如下：TN (1.8±0.3) g·kg-1，TP (3.2±0.5) g·kg-1，速效钾(1.15±0.1) g·kg-1，pH 7.3±0.3.在该土壤中没有检测到PBDEs的存在.
化学药品：有机酸试剂为优级纯，有机溶剂包括正己烷、二氯甲烷、丙酮、氯仿等均为色谱纯，实验用水为高纯水. BDE-209标准物、37种磷脂脂肪酸(PLFAs)混标及内标物购买于百灵威科技有限公司.
1.2 实验方法 1.2.1 污染底泥的制备首先，用甲苯试剂配制成50 mg·L-1的BDE-209溶液，取所需底泥质量的十分之一的量配制成BDE-209含量为15 mg·kg-1的底泥，然后稀释成1.5 mg·kg-1的底泥，放在通风厨中待甲苯挥发干净，老化半个月备用(老化后的样品中BDE-209的含量为1.43 mg·kg-1).
1.2.2 菌悬液的制备培养基的配制：取牛肉膏5 g、蛋白胨和NaCl各10 g加热溶于1 L去离子水中，调节酸碱度到pH 7.0~7.5，并在121℃、101.3 kPa条件下灭菌30 min备用.分别将B. brevis和E. casseliflavus接种到培养液中，于30℃、130 r·min-1摇床中振荡培养24 h，6 000 r·min-1离心10 min获取菌体，利用双蒸水清洗菌体3次，称重，用牛肉膏培养基配制成10 mg·L-1的菌悬液，备用.
1.2.3 实验设计取5 kg加有BDE-209污染物的基质于花盆中，上覆自来水至相同水位，选出长势均匀一致的再力花幼苗到上述花盆，之后将E. casseliflavus(J1)、B. brevis(J2)、两种菌的混合(J3)分别接种到种植有再力花的污染基质中，同时做无植物、无污染物、无外源菌的对照组，接种量为50 mg，每个处理重复3次.采样方法为剪掉茎叶部分，小心拔出根系，植物根系附着的底泥为根际底泥，小心用药匙刮掉泥土，保存在真空袋中.植株样品分别于自来水、去离子水下冲洗干净，冷冻过夜后经冷冻干燥仪干燥72 h，粉碎过20目筛，沉积物底泥样品首先去除较大颗粒，之后经玛瑙研钵过60目筛，避光保存在-70℃条件下，除此之外，取一部分不同处理组底泥鲜样保存在4℃冰箱中以供微生物指标的检测，实验周期为两个月.
1.3 萃取方法 1.3.1 BDE-209的萃取方法采用文献[12]的萃取方法.
1.3.2 磷脂脂肪酸(PLFAs)的提取方法本研究采用通过测定PLFAs的方法来确定沉积物中微生物的数量，PLFAs提取方法参考文献[13]的方法并做了改进，具体方法为：取2.0 g土壤于50 mL离心管中，加入4 mL B-D提取剂，超声10 min，之后在200 r·min-1的振荡器中振荡2 h，6 000 r·min-1离心10 min，取上清液2 mL于干净的玻璃离心管内，分别加入1 mL氯仿和水，振荡5 s，离心10 min，取底层液体1 mL于鸡心瓶中，在30℃条件下旋干，之后转移到硅胶层析柱中，用6 mL氯仿(分3次)和3 mL丙酮淋洗，之后加入2 mL的甲酯化试剂(甲醇：氯仿：水体积比为5：5：1)，在37℃下保持15 min，之后分别加入4 mL乙酸(0.075 mol·L-1)和氯仿，振荡10 s，吸取下层有机相4 mL于鸡心瓶中旋转蒸发至近干，以正己烷准确定容到1 mL，加入内标物，置于-20℃冰箱中，待测.
1.3.3 有机酸的萃取方法测定方法参考Szmigielska等[14]的方法并做了改进，具体方法为：称取土壤样品5 g，各3份，于50 mL离心管中，加入10 mL 0.1% H3PO4的水溶液，振荡1 min后，在250 r·min-1振荡器中振荡10 min，之后在5 000 r·min-1转速下，离心5 min，过水相滤膜(0.45 μm)于上机瓶中，低温保存.每组实验均设3次重复.
1.4 检测条件 1.4.1 BDE-209的GC-MS检测条件色谱柱条件设置同文献[12].
1.4.2 PLFAs的检测条件其检测条件参考Frostegård的方法[15]并做了改进，实验仪器为GC-MS (岛津GC-MS-QP 2010)，检测器为EI源，石英毛细管色谱柱，其型号为DB-5MS (30 m×0.25 mm×0.25 μm)，仪器的升温程序为：柱温在140℃保持2 min，之后以3℃·min-1的速率升到260℃后保持1 min，进样口和离子源温度设置为250℃、230℃，以He作为载气，流速为1 mL·min-1，电子能量为70 eV，扫描范围为50~500 m/z，采用内标法定量.
PLFAs混标GC-MS出峰时间和顺序如图 1(详见文献[16])，碳原子个数越多，其保留时间越长.
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图 1 磷脂脂肪酸甲酯混标和内标物GC-MS进样色谱图图 Fig. 1 GC-MS chromatograms of FAME mixture and internal standards |
检测条件为：反相色谱柱(C18，4.6×250 mm，5 μm，pH 2~10)，洗脱方式为采用等梯度洗脱，流动相为乙腈和0.1%的H3PO4水溶液(2：98，体积比)，检测器波长210 nm，进样量20 μL，流速1 mL·min-1，柱箱温度为35℃[14]，出峰时间如图 2所示.
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图 2 有机酸出峰时间 Fig. 2 HPLC chromatograms and retention time of organic acids |
称取10 g沉积物加入到100 mL 0.85%经过高压灭菌的生理盐水溶液中，置于150 r·min-1摇床中15 min，稀释1 000倍后，用微量移液枪吸取150 μL稀释液到ECO板中，重复3次，在30℃恒温培养箱中培养7 d，每12 h用BIOLOG微生物测定仪读取光密度值1次.用以表示微生物碳源利用能力的平均颜色变化率(AWCD)值的计算方法为：
AWCD=∑(Ci-R)/n
式中，Ci和R分别表示第i个碳源孔和对照孔光密度值, 本实验中n为31[17].
1.5 质量控制与保证采用基质加标和内标物定量进行质量控制与质量保证，基质加标试验设置3个平行，同时设置3个空白平行样，处理后上机检测计算回收率时扣除空白平行样的含量，分析样品设置3个平行，在每批样品进行仪器分析前，用空白溶剂和已知浓度标样检查仪器的灵敏度和稳定性，同一标样测定的误差小于20%方可进行样品测定，否则对仪器进行调试.
1.6 数据分析采用Excel数据处理软件(版本为2003)、Origin统计软件(版本为8.0)和Spss (19.0)进行数据整理、统计分析和绘图.
2 结果与讨论 2.1 外源菌对植物修复BDE-209的强化作用植物的根际作用结果如图 3所示，60 d后，4组外源菌处理组中根际底泥中的BDE-209含量明显低于非根际和无植物的对照组CK底泥中BDE-209的含量(P < 0.05)，而非根际和对照组CK底泥中BDE-209含量无显著性差异，说明植物的根际作用有效提高了污染物的去除效果，在根际作用下，植物本身可以从底泥中直接吸收部分BDE-209[18]，另外植物的根系能够向根际底泥中释放出一系列的有机小分子物质，这些有机小分子可以增加BDE-209的生物有效性，促进污染物的去除.同时，沉积物中原有的一些土著微生物也可以对污染物起到一定的去除效果，在根际效应作用下，根际沉积物中微生物的数量和种类发生变化，进一步促进了微生物对BDE-209的去除[19~21].
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J1表示E.casseliflavus、J2表示B.brevis、J3表示两种菌、J0表示不加菌、CK表示相应无植物组对照，下同 图 3 不同菌处理组底泥中BDE-209残余量和去除率 Fig. 3 Residual concentration and removal rate of BDE-209 in sediment of different groups |
从图 3还可以看出不同外源菌处理结果有一定的差异，加入B. brevis的植物处理组(J2)污染物的含量低于其它处理组相同类型的底泥中污染物的含量(P < 0.05)，该组根际底泥中污染物的去除率最高达到66.04%，大于相同菌处理组非根际底泥和无植物的空白对照底泥中污染物的去除率(37.93%和39.27%)，表明B. brevis去除BDE-209的能力大于E. casseliflavus，而在两种菌(J3)的联合作用下，各组处理底泥中污染物的含量高于单独加入B. brevis处理组(J2)、低于单独加入E. casseliflavus处理组(J1)和不加菌的处理组(J0)，表明两种菌的混合加入反而不利于污染物的去除，原因可能是其中一种菌的代谢产物不利于另外一种菌的生长，或者在利用BDE-209时产生了竞争的关系，从而不利于BDE-209去除.
2.2 不同处理对沉积物中PLFAs含量的影响PLFAs总量的多少一定程度上反映了微生物量的多少[15]，直接关系到BDE-209的去除率.结果如图 4所示，加菌处理J1、J2、J3组中根际底泥中PLFAs的含量大都高于未加菌的对照J0组，推测微生物数量的增多可能是由于外源菌的引入造成的，也可能是外源菌所产生的一些代谢产物有利于沉积物中土著微生物的生长.在有BDE-209存在条件下根际底泥中PLFAs的含量明显高于非根际的，说明该条件下植物的根系对微生物的生长起到了促进作用，在植物的正常生长过程中，植物会向环境中释放出一系列的有机小分子等物质，有的在胁迫作用下也会释放出一系列的小分子物质以将对植物的不利影响降低到最小，种类繁多的有机小分子可以作为微生物很好的能源物质，在根系分泌物的作用下，微生物生长得到促进，数量得到提高[17, 20~22]，微生物数量的增多有利于污染物的去除.
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B表示有BDE-209，CB表示无BDE-209，CK表示完全空白对照，下同 图 4 不同处理组PLHAs含量 Fig. 4 Concentration of PLFAs in sediment with different treatment groups |
本实验选取了具有代表性的9种有机酸作为分析目标，主要考察了不同处理组对于底泥中有机酸总量的影响，结果如图 5所示，其中最明显的特点是根际沉积物中的有机酸含量要高于非根际，植物的根系在正常生长或者适应环境过程中，可以向环境中分泌出大量的有机酸等小分子物质，这些物质可以极大地促进根际底泥中微生物的生长，而微生物在自身代谢过程中或者在适应环境过程中也可以向环境中释放出一系列的小分子物质包括有机酸，有学者在研究土壤中有机酸含量时曾发现，一些细菌可以产生一些挥发性的有机酸，而一些真菌则可以产生一些非挥发性的有机酸[23, 24]，总的结果是使得根际环境中有机酸的含量增多，进而影响污染物的生物有效性和去除率.
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图 5 不同处理组底泥中有机酸含量 Fig. 5 Concentration of organic acids in sediment under different treatments |
微生物在利用碳源的过程中，会有一系列的自由电子产生，这些电子与四唑盐染料发生反应时产生颜色变化，因此可以根据颜色的深浅，判断出碳源被利用的情况，AWCD指标即是反映微生物利用碳源能力大小的重要参考[24].结果如图 6所示，在所有处理组均表现出在24 h内，AWCD值的变化很小，说明在该时间段，微生物处于调整期，对碳源的利用能力较弱，在24 h之后，AWCD值开始有明显的变化，说明微生物开始对碳源有了较大程度的利用[17, 25].
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实线、虚线分别表示根际、非根际底泥，B表示有BDE-209 图 6 不同处理组AWCD值变化 Fig. 6 AWCD change under different treatments |
不同处理组对沉积物中微生物碳源利用能力不同，如图 6(a)~6(d)，不管是在有无污染物和植物的情况下，不同菌处理组的微生物碳源利用能力均有显著性差异(P < 0.05)，依次为J2>J1>J3>J0，J0处理组中的微生物主要为一些土著微生物，活性比较低，碳源利用能力较弱，而B. brevis(J2)的碳源利用能力大于E. casseliflavus(J1)，这可能是不同种类的微生物其自身特性引起的，另外两种菌混合后的碳源利用能力(J3)介于单菌处理之间，推测原因是两种菌之间存在着拮抗作用，各自产生的代谢产物不利于对方的生长.植物的加入明显提高了微生物的碳源利用能力[图 6(e)]，由于根际效应，植物的根系向环境中分泌大量的有机小分子等物质，提高了微生物的活性和数量[26~30]，从而使得碳源利用能力增加，而B. brevis和植物的联合作用最大程度地提高了底泥微生物的活性[30]，该组处理的污染物的去除效果最高，结果与沉积物中BDE-209去除率大小是一致的.
3 结论植物的种植产生的根际效应有效提高了BDE-209的去除率，而外源菌可以对原有的植物-微生物体系的修复效果起到不同程度的强化作用，其中以单独加入B. brevis的强化作用最好，历经60 d时间BDE-209的去除率达到了66%.植物的根际效应可以增加底泥中微生物的数量、有机酸的含量和微生物的活性，加入B. brevis处理组底泥中微生物的碳源利用能力最强，与污染物的去除率高低趋势相一致.
| [1] | Coelho S D, Sousa A C A, Isobe T, et al. Flame retardants in indoor dust-a review on the levels of polybrominated diphenyl ethers and hexabromocyclododecanes[J]. Current Organic Chemistry, 2014, 18(17) : 2218–2230. DOI: 10.2174/1385272819666140804231237 |
| [2] | Ni K, Lu Y L, Wang T Y, et al. A review of human exposure to polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in China[J]. International Journal of Hygiene and Environmental Health, 2013, 216(6) : 607–623. DOI: 10.1016/j.ijheh.2013.02.002 |
| [3] | 陈社军, 麦碧娴, 曾永平, 等. 珠江三角洲及南海北部海域表层沉积物中多溴联苯醚的分布特征[J]. 环境科学学报, 2005, 25(9) : 1265–1271. Chen S J, Mai B X, Zeng Y P, et al. Polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in surficial sediments of the Pearl River Delta and adjacent South China Sea[J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2005, 25(9) : 1265–1271. |
| [4] | de Wit C A. An overview of brominated flame retardants in the environment[J]. Chemosphere, 2002, 46(5) : 583–624. DOI: 10.1016/S0045-6535(01)00225-9 |
| [5] | Sahlstr m L M O, Sellstr m U, de Wit C A, et al. Estimated intakes of brominated flame retardants via diet and dust compared to internal concentrations in a Swedish mother-toddler cohort[J]. International Journal of Hygiene and Environmental Health, 2015, 218(4) : 422–432. DOI: 10.1016/j.ijheh.2015.03.011 |
| [6] | 邱孟德, 邓代永, 余乐洹, 等. 典型电器工业区河涌沉积物中的多溴联苯醚空间和垂直分布[J]. 环境科学, 2012, 33(2) : 580–586. Qiu M D, Deng D Y, Yu L H, et al. Horizontal and vertical distribution of polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in river sediment from a typical electrical equipment industrial area[J]. Environmental Science, 2012, 33(2) : 580–586. |
| [7] | Wang X T, Chen L, Wang X K, et al. Occurrence, profiles, and ecological risks of polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in river sediments of Shanghai, China[J]. Chemosphere, 2015, 133 : 22–30. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2015.02.064 |
| [8] | Ma X D, Zhang H J, Yao Z W, et al. Bioaccumulation and trophic transfer of polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in a marine food web from Liaodong Bay, North China[J]. Marine Pollution Bulletin, 2013, 74(1) : 110–115. DOI: 10.1016/j.marpolbul.2013.07.020 |
| [9] | Lewis M, Pryor R, Wilking L. Fate and effects of anthropogenic chemicals in mangrove ecosystems:a review[J]. Environmental Pollution, 2011, 159(10) : 2328–2346. DOI: 10.1016/j.envpol.2011.04.027 |
| [10] | Singh O V, Jain R K. Phytoremediation of toxic aromatic pollutants from soil[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2003, 63(2) : 128–135. DOI: 10.1007/s00253-003-1425-1 |
| [11] | Huang H, Zhang S, Christie P, et al. Behavior of decabromodiphenyl ether (BDE-209) in the soil-plant system:uptake, translocation, and metabolism in plants and dissipation in soil[J]. Environmental Science & Technology, 2010, 44(2) : 663–667. |
| [12] | 杨雷峰, 尹华, 叶锦韶, 等. 再力花对河涌底泥中多溴联苯醚的去除[J]. 农业环境科学学报, 2015, 34(1) : 130–136. Yang L F, Yin H, Ye J S, et al. Removal of polybrominated diphenyl ethers in river sediments by thalia dealbata[J]. Journal of Agro-Environment Science, 2015, 34(1) : 130–136. |
| [13] | Buyer J S, Sasser M. High throughput phospholipid fatty acid analysis of soils[J]. Applied Soil Ecology, 2012, 61 : 127–130. DOI: 10.1016/j.apsoil.2012.06.005 |
| [14] | Szmigielska A M, Van Rees K C J, Cieslinski G, et al. Low molecular weight dicarboxylic acids in rhizosphere soil of durum wheat[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1996, 44(4) : 1036–1040. DOI: 10.1021/jf950272z |
| [15] | Frostegård Å, Bååth E. The use of phospholipid fatty acid analysis to estimate bacterial and fungal biomass in soil[J]. Biology and Fertility of Soils, 1996, 22(1-2) : 59–65. DOI: 10.1007/BF00384433 |
| [16] | 杨雷峰.沉积物中多溴联苯醚的生物修复[D].广州:暨南大学, 2015. 28. Yang L F. Bioremediation of polybrominated diphenyl ethers in sediment[D]. Guanghzou:Jinan University, 2015. 28. |
| [17] | Ye J S, Yin H, Peng H, et al. Pyrene removal and transformation by joint application of alfalfa and exogenous microorganisms and their influence on soil microbial community[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2014, 110 : 129–135. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2014.08.031 |
| [18] | 吕俊, 尹华, 叶锦韶, 等. 杂交狼尾草对土壤锌/十溴联苯醚复合污染的生理响应及修复[J]. 农业环境科学学报, 2013, 32(12) : 2369–2376. Lü J, Yin H, Ye J S, et al. Physiological responses and phytoremediation effects of pennisetum americanum on Zn/BDE-209 co-contaminated soils[J]. Journal of Agro-Environment Science, 2013, 32(12) : 2369–2376. |
| [19] | Birnbaum L S, Staskal D F. Brominated flame retardants:cause for concern?[J]. Environmental Health Perspectives, 2004, 112(1) : 9–17. |
| [20] | 刘贝贝, 陈歆, 陈淼, 等. 根系分泌物在土壤有机污染物降解中的作用[J]. 热带农业科学, 2013, 33(10) : 47–52, 55. Liu B B, Chen X, Chen M, et al. Role of root exudates in the degradation of organic pollutants in soils[J]. Chinese Journal of Tropical Agriculture, 2013, 33(10) : 47–52, 55. |
| [21] | Wang Y X, Oyaizu H. Enhanced remediation of dioxins-spiked soil by a plant-microbe system using a dibenzofuran-degrading Comamonas sp. and Trifolium repens L.[J]. Chemosphere, 2011, 85(7) : 1109–1114. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2011.07.028 |
| [22] | Saeki Y, Yamakawa T, Ikeda M, et al. Effects of root exudates of Rj2Rj3-and Rj4-genotype soybeans on growth and chemotaxis of Bradyrhizobium japonicum[J]. Soil Science and Plant Nutrition, 1996, 42(2) : 413–417. |
| [23] | Ryan P R, Delhaize E, Jones D L. Function and mechanism of organic anion exudation from plant roots[J]. Annual Review of Plant Biology, 2001, 52 : 527–560. DOI: 10.1146/annurev.arplant.52.1.527 |
| [24] | Baziramakenga R, Simard R R, Leroux G D. Determination of organic acids in soil extracts by ion chromatography[J]. Soil Biology and Biochemistry, 1995, 27(3) : 349–356. DOI: 10.1016/0038-0717(94)00178-4 |
| [25] | 王强, 戴九兰, 吴大千, 等. 微生物生态研究中基于BIOLOG方法的数据分析[J]. 生态学报, 2010, 30(3) : 817–823. Wang Q, Dai J L, Wu D Q, et al. Statistical analysis of data from BIOLOG method in the study of microbial ecology[J]. Acta Ecologica Sinica, 2010, 30(3) : 817–823. |
| [26] | Kirk J L, Klironomos J N, Lee H, et al. The effects of perennial ryegrass and alfalfa on microbial abundance and diversity in petroleum contaminated soil[J]. Environmental Pollution, 2005, 133(3) : 455–465. DOI: 10.1016/j.envpol.2004.06.002 |
| [27] | Lee S H, Lee W S, Lee C H, et al. Degradation of phenanthrene and pyrene in rhizosphere of grasses and legumes[J]. Journal of Hazardous Materials, 2008, 153(1-2) : 892–898. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2007.09.041 |
| [28] | Sun T R, Cang L, Wang Q Y, et al. Roles of abiotic losses, microbes, plant roots, and root exudates on phytoremediation of PAHs in a barren soil[J]. Journal of Hazardous Materials, 2010, 176(1-3) : 919–925. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2009.11.124 |
| [29] | Teng Y, Shen Y Y, Luo Y M, et al. Influence of Rhizobium meliloti on phytoremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons by alfalfa in an aged contaminated soil[J]. Journal of Hazardous Materials, 2011, 186(2-3) : 1271–1276. DOI: 10.1016/j.jhazmat.2010.11.126 |
| [30] | Zhong Y, Luan T G, Lin L, et al. Production of metabolites in the biodegradation of phenanthrene, fluoranthene and pyrene by the mixed culture of Mycobacterium sp[J]. Bioresource Technology, 2011, 102(3) : 2965–2972. DOI: 10.1016/j.biortech.2010.09.113 |