2016, Vol. 37
氮、 磷水平对水华蓝藻的生长及水华的暴发起着重要作用，但即便是在富营养化的湖泊，微囊藻的生长也存在着氮、 磷限制的状况[1, 2]. 但水体是一个开放的体系，营养盐限制不仅会存在季节性的波动[1, 2]，在短期内，受营养盐限制的藻也可能因营养盐的再输入或迁移至营养盐丰富的湖区而使限制得以解除，进而恢复生长. 了解营养盐限制解除后，水华蓝藻生长的恢复情况，有助于了解自然水体中蓝藻水华的动态，还能为进一步了解水华蓝藻应对营养盐限制的能力提供重要信息，从而进一步了解营养盐在水华发生中的作用.
但是关于营养盐限制解除后蓝藻的生长情况，研究者关注的较少. 在有限的研究中，关于氮限制后蓝藻的恢复情况，研究者主要关注细胞内含氮大分子如藻蓝蛋白、 藻青素的合成情况及光合作用的恢复情况等，且都是观察营养盐恢复后蓝藻在短时间内的响应(40 h以内)[3~5]. 而关于营养盐饥饿后蓝藻生长的恢复情况，李杰等[6]观测了铜绿微囊藻经过30 d的氮磷饥饿，重新转入正常条件下培养后其Chl-a 的恢复情况. 而关于铜绿微囊藻在经受氮磷饥饿后，其生长、 光合作用等恢复情况的细致研究还未见报道.
本文以经受氮磷饥饿的铜绿微囊藻为研究对象，观测其在营养盐得到补充后生长的恢复情况，并结合其光合能力及光合作用关键基因的表达情况两方面对其生长的恢复进行阐述.
1 材料与方法 1.1 藻细胞培养铜绿微囊藻(Microcystis aeruginosa 469，购自中国科学院武汉水生生物研究所)用BG-11培养基在28℃，光照强度60 μmol·(m2·s)-1，光照周期12 h∶12 h的条件下培养. 对数期时离心收集藻细胞，并用灭菌的不含氮磷的BG-11培养基洗涤3次. 然后重新接种至以下3个处理组的培养基中: Control (BG-11 培养基)、-N (不含氮的BG-11培养基) 和-P (不含磷的 BG-11 培养基)，每个处理组3个平行. 培养7 d后，离心收集各个处理组的藻细胞，用各自相应的培养基洗涤后，将各个处理组的细胞密度调整在一致水平上，转入BG-11 培养基中培养. 每个处理组3个平行. 分别在营养盐恢复后的0、 2、 6、 24、 48、 96、 144 h 取样测定各指标.
1.2 14C同位素标记法测定藻细胞的碳固定速率(1) Na214CO3储备液的配置
将Ca2 14CO3(8.4 g，7.6μCi·g-1，由南京大学环境学院季荣教授提供，Ci为放射性活度单位)和NaOH溶液(100 mL，2 mol·L-1)分别放入H瓶左右两边，塞好橡胶塞，并用石蜡密封后，用注射器缓缓将过量的H2SO4加入到CaCO3中，反应过程中进行磁力搅拌，平衡约20 h后将制备的碱性Na2 14CO3溶液转移至蓝盖玻璃瓶(Duran)中，4℃保存.
(2) 样品测定
取30 mL样品，离心收集藻细胞，用新鲜BG-11培养基(不含Na2CO3)洗涤两次后，重悬在等量的新鲜BG-11培养基(不含Na2CO3)中，添加Na142CO3(50 μCi·mL-1)后培养1 h (光照温度同)； 然后离心收集藻细胞，加2 mL 0.1mol·L-1 HCl，在通风橱中过夜酸化，以去除残余的碳酸； 将样品转移至液闪瓶中，加8 mL液闪液，混匀并平衡10 min后，用液闪计数仪测放射性强度.
1.3 藻细胞计数采集的样品用终浓度1.5%的鲁哥氏碘液固定，静置48 h后，虹吸走上清液浓缩样品，用血细胞计数板在Zeiss显微镜(Zeiss Axio image A1)下放大400倍进行计数.
1.4 叶绿素a测定测定Chl-a的水样经0.45μm滤膜过滤后收集滤膜，用90%的丙酮在4℃冰箱提取24 h后离心，取上清用分光光度法测定.
1.5 细胞内活性氧(ROS)的测定2′,7′-Dichlorofluorescin diacetate(DCFH-DA)本身没有荧光，是非离子、 非极性的化合物，可以自由穿过细胞膜，进入细胞后被细胞内的酯酶水解成DCFH； DCFH不能穿过细胞膜，本身也不发荧光，但能被多种ROS氧化成能发射荧光的2′,7′-Dichlorofluorescein(DCF)； 因此细胞内DCF的荧光强度可以作为衡量细胞内总ROS产生量的指标[7].
DCFH-DA(Sigma)用乙醇配制成10mmol·L-1的储备液，避光保存在-20℃的冰箱内. 向样品中加入终浓度为10μmol·L-1的DCFH-DA，室温下摇床震荡避光孵育1 h，离心收集藻细胞，用相应的培养基清洗3次. 因为藻细胞有自发荧光，因此每个样品均设阴性对照，除了不加DCFH-DA，其他处理与加DCFH-DA的处理相同. 上流失细胞仪(BD LSRFortessa)，在激发波长488 nm，发射波长525 nm下检测细胞内的荧光强度. 每个样品统计105个细胞的平均荧光强度值(峰高)作为细胞内的荧光强度，结果以处理组(加DCFH-DA)荧光强度与其对应的阴性对照的荧光强度比值来表示.
1.6 基因表达分析(1) RNA提取及反转录
取40 mL 样品，离心收集藻细胞，放入液氮中速冻，然后用液氮研磨； 用RNAiso Plus(Takara)提取细胞总RNA，并于-80℃保存.
RNA提取过程中所用器具均按以下方法处理去除Rnase污染: 用0.1% DEPC(焦碳酸二乙酯)水溶液在37℃下处理12 h，然后在120℃下高压灭菌30 min以除去残留的DEPC. 用于RNA实验的试剂均用RNase-free水(Takara)配置.
取500 ng RNA用Reverse transcriptase kit (TaKaRa)进行反转录.
(2) 实时定量PCR(qPCR)
引物参考相关研究或使用 Primer 5.0 软件设计,详见表 1. 反转录得到的cDNA稀释10倍后用于实时定量PCR. 反应体系为10μL:5μL SYBR® Premix Ex Taq Ⅱ (Tli RNaseH Plus)，1μL cDNA，正反引物(10μmol·L-1，表 1)各0.8μL，并用dH2O 补足至10μL. 使用仪器是Rotor-Gene 6000 thermal cycler (Corbett Research). 扩增条件: 95℃ 预变性1 min后40 个循环(95℃ 变性15 s，60℃ 延伸1 min). 每个样品重复3次. 扩增结束后进行溶解曲线分析扩增特异性: 温度为60~95℃. 溶解曲线没有杂峰. 扩增产物进行琼脂糖凝胶电泳，进一步确认扩增片段与目的片段长度相符. 以16S rDNA作为内参基因，结果用2-ΔΔCt 方法[8]计算各取样点相对于该处理组0 h的表达差异或是处理组相对于对照组的表达差异.
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表 1 实时定量PCR引物 Table 1 The qPCR primers used in this study |
2 结果与分析 2.1 饥饿的铜绿微囊藻在营养盐再补充后生长的恢复情况
营养盐恢复后，细胞数和叶绿素a的变化都表明，饥饿的铜绿微囊藻仅经过6 h的迟缓期后便开始迅速生长，但对照组却经过24 h的迟缓期后才开始生长，且经营养盐饥饿的处理组生长明显快于对照(图 1和表 2). 在前48 h，从细胞数的变化来看，经氮饥饿的处理组生长最快，经磷饥饿的处理组次之，对照组生长最慢，生长速率分别为0.25、 0.15、 0.11 d-1，根据叶绿素a计算的生长速率也类似(表 2). 然而，经氮饥饿的处理组经过48 h的快速增长后，生长开始减缓，至144 h时细胞数显著减少(P<0.01)，叶绿素a也明显降低(P<0.05)，表明经氮饥饿的处理组在144 h时出现衰亡； 而经磷饥饿的处理组在前96 h内细胞数都以较稳定的速率进行增长(0.12~0.15 d-1)，随后进入稳定期； 对照组也未出现衰亡现象(图 1).
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图 1 氮磷饥饿恢复过程中铜绿微囊藻细胞数和叶绿素a的变化 Fig. 1 Changes in cell counts and Chl-a concentrations during recovery from nitrogen starvation and phosphorus starvation in Microcystis aeruginosa |
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表 2 各处理组生长速率的变化/d-1 Table 2 Growth rates during recovery from N starvation and P starvation/d-1 |
2.2 饥饿的铜绿微囊藻在营养盐再补充后碳固定速率的变化
单位细胞的碳固定速率显示，营养盐饥饿时(0 h)碳固定速率显著低于对照(P<0.05)，表明氮磷饥饿降低了铜绿微囊藻的碳固定能力. 氮饥饿处理组仅为对照组的55%，而磷饥饿的处理组能达对照组的94%[图 2(a)]，表明氮饥饿比磷饥饿对藻细胞碳固定能力的抑制作用更明显. 补充营养盐6 h后，各个处理组的碳固定速率均开始升高； 经磷饥饿的处理组在24 h 时已达到对照组的水平； 而经氮饥饿处理组的碳固定速率虽然增加了2倍，但在整个实验期间一直未能达到对照组的水平[图 2(a)]，表明经氮饥饿的藻细胞的碳固定能力难以恢复至正常水平.
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图 2 营养盐恢复后各处理组单位细胞和单位叶绿素a的碳固定速率的变化 Fig. 2 Changes in carbon fixation rates normalized by cell counts and total Chl-a during recovery from nitrogen starvation and phosphorus starvation in Microcystis aeruginosa |
与单位细胞的碳固定速率一致的是，营养盐饥饿处理时，营养盐饥饿处理组的单位叶绿素的碳固定速率也显著低于对照(P<0.05)[图 2(b)]. 补充营养盐6 h后，各个处理组的碳固定速率也均有所增加[图 2(b)]. 经磷饥饿的处理组在24 h 时达到最大值，达到对照组的水平；而经氮饥饿的处理组在48 h 时增加至其最大值，也达到对照组的水平，但在144 h时开始显著降低(P<0.01)，仅为最大值的63%[图 2(b)].
2.3 饥饿的铜绿微囊藻在营养盐再补充后细胞内藻蓝蛋白和叶绿素恢复情况从图 3可以看出，在0 h还未补充营养盐时，氮饥饿处理组的细胞内藻蓝蛋白和叶绿素含量均显著低于对照(P<0.01)； 而磷饥饿处理组则与对照无显著性差异(P>0.05). 补充营养盐后，经氮饥饿处理的铜绿微囊藻细胞内藻蓝蛋白和叶绿素含量均立刻迅速增加，至24 h达到其最大值，但最大值依然显著低于对照组(P<0.01)； 而经磷饥饿的处理组则一直与对照类似(P>0.05).
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图 3 营养盐恢复后各处理组细胞内藻蓝蛋白和叶绿素的变化 Fig. 3 Changes in cellular Chl-a content and cellular phycocyanin content during recovery from nitrogen starvation and phosphorus starvation in Microcystis aeruginosa |
如图 4所示，在前24 h内，经氮饥饿处理的藻细胞内ROS积累显著高于对照(P<0.01). 48 h时，经氮饥饿处理的藻细胞内ROS积累量下降至对照组水平. 而经磷饥饿处理的则一直与对照组无显著性差异(P>0.05).
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图 4 营养盐恢复后各处理组藻细胞内ROS积累量的变化 Fig. 4 Changes in cellular ROS accumulation during recovery from nitrogen starvation and phosphorus starvation in Microcystis aeruginosa |
在0 h 时，氮饥饿处理组中，PSⅠ关键基因psaB的表达显著下调(2倍)，表明PSⅠ的合成下调； 藻胆体降解基因nblA的表达则显著上调(2.5 倍)，表明氮饥饿促进藻胆体的降解； 而PSⅡ关键基因psbD和碳固定关键基因rbcL的表达与对照相比则无显著性差异(图 5). 磷饥饿处理组中，光合作用相关基因(psaB、 psbD、 rbcL、 nblA)的表达与对照相比则均无显著性差异(图 5). 光保护相关基因OCP的表达在氮饥饿和磷饥饿处理组中均有所上调(1.2~1.4倍).
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图 5 氮磷饥饿条件下铜绿微囊藻psaB、 psbD、 rbcL、 nblA、 OCP及sodB基因相对于对照组的表达差异 Fig. 5 Expression of psaB,psbD,rbcL,nblA,OCP,sodB under N starvation and P starvation in M.aeruginosa compared to the control |
营养盐重新补充后，与0 h 相比，各个处理组中psaB、 psbD、 rbcL的表达量均立刻上调，经氮饥饿的处理组上调幅度最大，且基本能在6 h内达到其最大值(图 6)，表明细胞内PSⅠ、 PSⅡ和碳固定组件等的数量在补充营养盐后迅速增加. 经氮饥饿的处理组中，psaB在2 h后开始上调，6~24 h时达到其最大值，随后表达量开始回落； psbD的表达量在2 h 时已达到其最大值，随后表达量趋于接近0 h水平； rbcL的表达在营养盐重新补充后迅速急剧上调，上调量达206~248倍(2~24 h)，虽然24 h之后上调幅度有所降低，但依然能达52~114倍(48~96 h)(图 6). 经磷饥饿的处理组中，psaB和psbD的表达量在补充磷源后虽然也迅速发生上调，但其表达情况与对照组类似； rbcL的表达量在补充磷源后也迅速上调，但上调幅度远低于经氮饥饿的处理组，在2 h时达到最大值(8倍)，随后上调幅度开始缓缓降低，但始终高于0 h的表达量(5~1.7倍). 对照组中，rbcL的表达量虽然也有所上调，但其上调幅度远低于经氮磷饥饿的处理组. 经氮饥饿的处理组在重新补充营养盐后，nblA的表达量立刻下调，结合细胞内藻蓝蛋白含量的增加可知，藻胆体的数量在增加，表明藻细胞的光捕获能力增强. 而经磷饥饿的处理组则未发生显著性变化，与对照组的变化趋势一致(图 6). 在各个处理组中，OCP与sodB表达水平的变化相似(图 6). 经氮饥饿的处理组中，均在2 h时发生上调(2.1~2.9倍)，随后其表达水平趋向于接近0 h水平； 经磷饥饿的处理组中其表达水平的变化与对照基本一致.
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图 6 氮磷饥饿恢复过程中铜绿微囊藻psaB、 psbD、 rbcL、 nblA、 OCP及sodB基因相对于对照组的表达差异 Fig. 6 Expression of psaB,psbD,rbcL,nblA,OCP,sodB during recovery from N starvation and P starvation in M.aeruginosa compared to 0 h |
胁迫条件下如氮磷饥饿、 低温、 低光等，铜绿微囊藻及其他一些真核藻类如蛋白核小球藻、 斜生栅藻等的生长会减缓，但当胁迫解除后，藻细胞会逐步恢复其生长能力，且经过胁迫的藻细胞的生长速率会超过未经过胁迫处理的藻细胞[6, 10~12]. 本研究也表明，经过氮磷饥饿的铜绿微囊藻在营养盐恢复后，经过6 h的迟缓期后能很快开始生长，且生长速率显著高于未经饥饿处理的铜绿微囊藻，尤其是经过氮饥饿处理的藻细胞生长最快(图 1和表 2). 总体来看，胁迫时生长受抑制越严重，在胁迫解除后生长速率越高，这与前人的研究结果类似[6, 10~12]. 但经过氮饥饿的铜绿微囊藻在经过短暂的快速增长后，很快开始衰亡，而此时，经磷饥饿处理和未经饥饿处理的铜绿微囊藻却还在维持缓慢的增长(图 1和表 2).
光合作用是光合生物的中心代谢途径，是其生长的能量来源和物质基础. 氮饥饿铜绿微囊藻的碳固定能力显著下降，磷饥饿时其固碳能力则仅仅轻微下调[图 2(a)]，与氮磷饥饿时铜绿微囊藻的生长情况相一致[13]. 光能驱动光反应产生ATP和还原力. 光合生物要协调光能的输入使光反应产生的还原力的量与细胞代谢能力相一致，既要保证有足够的量来满足细胞的生长代谢，又要避免过量，以免导致活性氧的过量积累[14]. 碳、 氮同化是光反应产生的还原力最主要的汇. 氮饥饿时，氮的同化很显然会大大减少，而碳的同化也显著降低(图 2)，因此藻细胞对还原力的需求会随之减少. 氮饥饿的藻细胞藻胆体发生降解(图 3)，削弱了藻细胞的光捕获能力，从根本上减少了光能的输入. 氮饥饿藻细胞中，PSⅠ的合成也发生下调(图 5)，由于PSⅠ提供还原力，因而PSⅠ的合成下调可能进一步减少还原力的产生. 强光条件下，蓝藻会通过抑制PSⅠ的合成，降低PSⅠ/PSⅡ 的比值来优化光合电子传递[15, 16]. 此外，氮饥饿藻细胞内超氧化物歧化酶相关基因的表达水平(图 5)也相应上调. 并且，氮磷饥饿时，OCP的表达水平[13]和其基因的表达水平(图 5)也显著上调，以耗散掉吸收的过量的能量. 从而，从多个方面来维持细胞内的氧化还原稳态. 但是，氮饥饿藻细胞中ROS的积累依然显著高于未经饥饿的藻细胞(图 4). 许多研究表明，氮限制会影响细胞的氧化还原稳态[17, 18]. 蛋白组研究表明，氮饥饿会在翻译后水平上改变原绿球藻(Prochlorococcus)多种代谢关键蛋白的氧化还原状态[15]. 磷饥饿时，藻细胞内ROS水平与未经饥饿的藻细胞类似(图 4).
营养盐恢复后，经过饥饿处理的藻细胞的碳固定能力在经过6 h的迟缓期后均迅速增加，尤其是经氮饥饿的藻细胞增加幅度最大(图 2)，这为饥饿后细胞的快速增长提供了物质基础. Allen等[4]研究表明，经过氮饥饿的集胞藻在重新补充氮源后，光合产氧能力立刻增加，固碳能力却在2~4 h后才开始增加，认为光反应产生的还原力优先用于其他的代谢过程如氮的同化，然后再用于碳的固定. 经过氮饥饿的铜绿微囊藻，其PSⅠ、 PSⅡ及碳固定关键基因的表达水平在补充氮源后均立刻上调，尤其是碳固定基因的表达水平上调了约250倍(图 6)，表明光合作用机构的数量在增加. 细胞内叶绿素和藻胆体的量也同步增加(图 3)，进而增强了藻细胞的光捕获能力. 这些为提高整体光合能力提供了物质基础. 经过磷饥饿的藻细胞，其PSⅠ、 PSⅡ及碳固定关键基因的表达水平也有所上调，但上调程度低于经氮饥饿处理的藻细胞，碳固定基因的表达仅上调8倍(图 6)，这与经氮磷饥饿的藻细胞碳固定能力的上调程度相一致(图 2).
但是，营养盐补充后，经过磷饥饿的铜绿微囊藻的固碳能力很快恢复至未经饥饿的藻细胞的水平，而经过氮饥饿的藻细胞其固碳能力虽然有很大提升，却难以恢复至未经饥饿的藻细胞的水平(图 2). 蓝藻中基本所有叶绿素分子都存在于光化学作用中心复合体(光系统)中[19]. 因此，叶绿素水平能在一定程度上反映细胞内光系统的数量[16]，也就是光合单位的数量. 单位叶绿素的碳固定速率恢复至未经饥饿的水平，这很可能表明细胞内每个光合单位的碳固定能力已恢复至正常水平. 但是，虽然经氮饥饿的藻细胞内叶绿素含量在补充氮源后迅速增加，24 h时增加至最大值，但仍显著低于未经饥饿藻细胞的水平(图 3)，表明经氮饥饿的藻细胞的光合单位的数量可能难以恢复至未经饥饿的藻细胞的水平. 因此，藻细胞的碳固定能力难以恢复至未经饥饿的藻细胞的水平. Krasikov等[20]研究表明，氮饥饿条件下，PSⅠ和PSⅡ均能保持很好的活性. 许多现场研究和实验室研究都表明，PSⅡ反应中心的活性对氮限制不敏感[21~23]. 氮饥饿条件下，PSⅠ和PSⅡ的数量虽然能大量减少，但PSⅡ反应中心还能保持正常的光合活性[24].
总体来说，氮饥饿对铜绿微囊藻的光合作用能力的影响是不可恢复的. 王雨等[25]的研究也表明，经过氮磷饥饿的威氏海链藻，在营养盐恢复后，胞内蛋白和可溶性糖含量依然低于未经饥饿的水平，生理活性无法恢复.此外，单位叶绿素的碳固定速率在96 h后开始急剧降低(图 2)，这可能与96 h细胞开始出现衰亡有一定联系.
4 结论经氮磷饥饿的铜绿微囊藻在补充营养盐后，均能快速开始生长，且经氮饥饿的铜绿微囊藻生长速率更快. 经过氮磷饥饿的铜绿微囊藻其碳固定能力均迅速增加，为藻细胞的快速生长提供了物质基础. 经磷饥饿的藻细胞的固碳能力和光合作用相关基因的表达很快增加至未经饥饿的藻细胞的水平； 而经氮饥饿的藻细胞的光合作用相关基因，尤其是碳固定基因的表达显著上调，但固碳能力却难以恢复至未经饥饿的藻细胞的水平. 经氮饥饿的铜绿微囊藻经过短暂的快速增长后，很快进入衰亡阶段.
| [1] | Moisander P H, Ochiai M, Lincoff A. Nutrient limitation of Microcystis aeruginosa in northern California Klamath River reservoirs[J]. Harmful Algae , 2009, 8 (6) : 889–897. DOI:10.1016/j.hal.2009.04.005 |
| [2] | Xu H, Paerl H W, Qin B Q, et al. Nitrogen and phosphorus inputs control phytoplankton growth in eutrophic Lake Taihu, China[J]. Limnology and Oceanography , 2010, 55 (1) : 420–432. DOI:10.4319/lo.2010.55.1.0420 |
| [3] | Allen M M, Hutchison F. Nitrogen limitation and recovery in the cyanobacterium Aphanocapsa 6308[J]. Archives of Microbiology , 1980, 128 (1) : 1–7. DOI:10.1007/BF00422297 |
| [4] | Allen M M, Law A, Evans E H. Control of photosynthesis during nitrogen depletion and recovery in a non-nitrogen-fixing cyanobacterium[J]. Archives of Microbiology , 1990, 153 (5) : 428–431. DOI:10.1007/BF00248422 |
| [5] | 周庆, 韩士群, 严少华, 等. 凤眼莲对铜绿微囊藻生长及藻毒素与营养盐释放的影响[J]. 环境科学 , 2014, 35 (2) : 597–604. |
| [6] | 李杰, 欧丹云, 宋立荣. 微囊藻衰亡过程研究--四种模拟胁迫条件下微囊藻的衰亡生理[J]. 湖泊科学 , 2008, 20 (5) : 549–555. |
| [7] | Wang H, Joseph J A. Quantifying cellular oxidative stress by dichlorofluorescein assay using microplate reader[J]. Free Radical Biology and Medicine , 1999, 27 (5-6) : 612–616. DOI:10.1016/S0891-5849(99)00107-0 |
| [8] | Livak K J, Schmittgen T D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the method[J]. Methods , 2001, 25 (4) : 402–408. DOI:10.1006/meth.2001.1262 |
| [9] | Qian H F, Hu B L, Yu S Q, et al. The effects of hydrogen peroxide on the circadian rhythms of Microcystis aeruginosa[J]. PLoS One , 2012, 7 (3) : e33347. DOI:10.1371/journal.pone.0033347 |
| [10] | 谢晓玲, 周蓉, 邓自发. 光、温限制后铜绿微囊藻和斜生栅藻的超补偿生长与竞争效应[J]. 生态学报 , 2014, 34 (5) : 1224–1234. |
| [11] | 汤俊, 宋立荣, 孙松松, 等. 低光低温联合作用对铜绿微囊藻复苏能力的影响[J]. 环境科学 , 2010, 31 (12) : 2932–2937. |
| [12] | 王健, 周天艺, 高文程, 等. 低氧化还原电位对铜绿微囊藻(Microcystis aeruginosa)生长的抑制及恢复的影响[J]. 湖泊科学 , 2012, 24 (4) : 528–534. |
| [13] | Yue D M, Peng Y K, Yin Q, et al. Proteomic analysis of Microcystis aeruginosa in response to nitrogen and phosphorus starvation[J]. Journal of Applied Phycology , 2015, 27 (3) : 1195–1204. DOI:10.1007/s10811-014-0405-4 |
| [14] | Schwarz R, Forchhammer K. Acclimation of unicellular cyanobacteria to macronutrient deficiency: emergence of a complex network of cellular responses[J]. Microbiology , 2005, 151 (8) : 2503–2514. DOI:10.1099/mic.0.27883-0 |
| [15] | Muramatsu M, Hihara Y. Acclimation to high-light conditions in cyanobacteria: from gene expression to physiological responses[J]. Journal of Plant Research , 2012, 125 (1) : 11–39. DOI:10.1007/s10265-011-0454-6 |
| [16] | Fuhrmann E, Gathmann S, Rupprecht E, et al. Thylakoid membrane reduction affects the photosystem stoichiometry in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803[J]. Plant Physiology , 2009, 149 (2) : 735–744. |
| [17] | McDonagh B, Domínguez-Martín M, Gómez-Baena G, et al. Nitrogen starvation induces extensive changes in the redox proteome of Prochlorococcus sp. strain SS120[J]. Environmental Microbiology Reports , 2012, 4 (2) : 257–267. DOI:10.1111/emi4.2012.4.issue-2 |
| [18] | Latifi A, Ruiz M, Zhang C C. Oxidative stress in cyanobacteria[J]. FEMS Microbiology Reviews , 2009, 33 (2) : 258–278. DOI:10.1111/j.1574-6976.2008.00134.x |
| [19] | Vermass W, Xu H, He Q F, et al. Chlorophyll-binding proteins in cyanobacteria[J]. Photochemistry and Photobiology , 1999, 69 : 71S–72S. DOI:10.1111/php.1999.69.issue-1 |
| [20] | Krasikov V, Von Wobeser E A, Dekker H L, et al. Time-series resolution of gradual nitrogen starvation and its impact on photosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis PCC 6803[J]. Physiologia Plantarum , 2012, 145 (3) : 426–439. DOI:10.1111/ppl.2012.145.issue-3 |
| [21] | Behrenfeld M J, Worthington K, Sherrell R M, et al. Controls on tropical Pacific Ocean productivity revealed through nutrient stress diagnostics[J]. Nature , 2006, 442 (7106) : 1025–1028. DOI:10.1038/nature05083 |
| [22] | Halsey K H, Milligan A J, Behrenfeld M J. Physiological optimization underlies growth rate-independent chlorophyll-specific gross and net primary production[J]. Photosynthesis Research , 2010, 103 (2) : 125–137. DOI:10.1007/s11120-009-9526-z |
| [23] | Moore C M, Mills M M, Langlois R, et al. Relative influence of nitrogen and phosphorous availability on phytoplankton physiology and productivity in the oligotrophic sub-tropical North Atlantic Ocean[J]. Limnology and Oceanography , 2008, 53 (1) : 291–305. DOI:10.4319/lo.2008.53.1.0291 |
| [24] | Sauer J, Schreiber U, Schmid R, et al. Nitrogen Starvation-Induced Chlorosis in Synechococcus PCC 7942. Low-level photosynthesis as a mechanism of long-term surviva[J]. Plant Physiology , 2001, 126 (1) : 233–243. DOI:10.1104/pp.126.1.233 |
| [25] | 王雨, 林茂, 卢昌义, 等. 营养盐亏缺与恢复对威氏海链藻(Thalassiosira weissflogii)生长和生化组成的影响[J]. 海洋通报 , 2009, 28 (4) : 47–53. |