2016, Vol. 37
2. 黑龙江省科学院自然与生态研究所湿地与生态保育国家地方联合工程实验室, 哈尔滨 150040
, ZHANG Rong-tao2 , XU Nan2 , LIU Ying-nan2 , CHAI Chun-rong2 , WANG Ji-feng2 , FU Xiao-ling2 , ZHONG Hai-xiu2 , NI Hong-wei1,2
2. National and Provincial Joint Engineering Laboratory of Wetlands and Ecological Conservation, Institute of Nature & Ecology, Heilongjiang Academy of Sciences, Harbin 150040, China
湿地是陆地上重要的生态系统，占地球表面积的5%~8%左右，由于其兼有陆地和水体的双重特点，因此是地球上生物多样性最丰富、生产力最高、生态系统服务功能最大的生态系统[1~3].湿地生态系统对于减少温室气体排放、维持水分平衡、保护生物多样性方面具有非常重要的作用.三江平原湿地是我国东北地区最大的淡水湿地，动植物种类丰富、生物多样性高、对于保持东北地区的生态平衡发挥了不可替代的作用.但是，近几十年来，由于农业发展的需要，大量的湿地被开垦成农田，使得三江平原湿地由建国初期的80%减少到目前的20%左右[4].小叶章湿地是三江平原分布最为普遍的湿地之一，由于农田耕作抽取大量的地下水，使得湿地水位的降低，小叶章湿地也由沼泽化湿地(原始)向沼泽化草甸湿地(过渡)以及草甸化湿地(退化)转变，进而引起了整个湿地生态系统结构和功能上的变化，尤其是土壤生态系统变化更为显著.
土壤微生物作为土壤生态系统的重要组成部分[5]，在凋落物分解、土壤营养元素的循环过程中起着重要的作用[6, 7]，对维持生态系统稳定发挥着重要的作用[8, 9].因此，研究土壤微生物对了解土壤元素转化、土壤温室气体排放、污染物分解、以及土壤质量保育过程具有重要意义[10].土壤微生物群落多样性主要是分析土壤微生物群落结构和组成之间的变化[11]，目前的研究主要集中在微生物在湿地生态系统功能发生变化后微生物结构和功能的变化，以及微生物在湿地生态系统中的作用，为湿地生态系统的保护提供理论基础等[12~14].因此，土壤微生物多样性对于研究不同环境条件下生态系统的功能具有重要意义[15].
由于小叶章湿地的重要生态学意义，国内外众多学者已经做了大量的研究，例如在小叶章湿地土壤微生物特征与土壤养分关系[16]、温室气体排放[17]和营养物质循环[18]等，但截至目前对不同退化阶段小叶章湿地土壤真菌多样性的研究还未见报道.由此，选择3个不同退化阶段的小叶章湿地：小叶章沼泽湿地、小叶章沼泽化草甸湿地和小叶章草甸湿地，分析土壤真菌的结构和组成变化，提出假设如下：①随着湿地的退化，土壤真菌群落结构发生显著变化； ②真菌群落结构组成受到植物多样性以及土壤理化因子的影响.
1 材料与方法 1.1 研究区概况研究样点设在黑龙江省科学院自然与生态研究所三江平原湿地生态定位研究站——洪河国家级自然保护区内(图 1).研究站海拔55～65 m，多年平均气温1.9℃，≥10℃有效积温2 165～2 624℃.多年平均降水量为585 mm，50%～70%集中在7～9月，多年平均蒸发量为1 166 mm.本研究选择该地区典型的小叶章湿地作为样地，概况见表 1.
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图 1 试验区位置洪河国家级自然保护区 Fig. 1 Location of sampling sites in the Sanjiang Plain-Honghe national nature reserve |
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表 1 研究样地概况 Table 1 General characteristic of the study areas |
1.2 样品采集
2014年6月进行土壤样品采集，每一样地内按S型设置10个5 m×5 m小样方，采用随机取样法，用直径为4cm的土钻采集0~20 cm 土壤，迅速置于自封袋中，用冰盒带回实验室.剔除土壤中的根系、石砾等杂物后，一部分保存在4℃冰箱中，用于分析土壤微生物多样性.另一部分风干、用于测定土壤理化性质(表 2).
1.3 土壤微生物总DNA的提取土壤DNA提取采用MOBIO12888-power extraction for soil试剂盒，提取步骤按照说明书.每个样地的分别提取5个DNA，然后将DNA溶解于100 μL去离子水中，取2 μL DNA检测其纯度和浓度.
1.4 土壤真菌的ITS rRNA基因测序真菌ITS rDNA扩增引物采用真菌ITS区通用引物(1737F/2043R)，高通量测序由上海美吉生物医药科技有限公司完成.
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表 2 不同退化阶段小叶章湿地的土壤理化性质的比较1) Table 2 Soil physicochemical properties of different denegation wetland stages |
1.5 数据处理 1.5.1 有效序列和优化序列数据统计
试验采用双端(pair-end)测序，为了得到高质量及更精准的生物信息分析结果，应对序列进行质量控制.丢弃长度短于150 bp、含有模糊碱基、引物碱基含2个以上错配的序列，即得到优化序列，之后对优化序列进行数据统计获得最终用于分析的序列.
1.5.2 生物信息学分析应用Qiime (quantitative insights into microbial ecology)软件，根据序列的相似度，将序列归为多个OTU(operational taxonomic unit)，OUT的划分水平采用98%.OTU 产出后，统计每个样品含有OUT数目及每个OTU 中含有序列的数.通过序列别对，得到每个OUT的分类学信息，在98%的相似度水平生成稀缺曲线，Alpha多样性(Shannon指数、Simpson指数、Chao1、ACE)利用mothur软件计算.
2 结果与分析 2.1 测序数据分析通过Miseq高通量测序并优化后，3个样地共获得70 431条序列，总碱基数为17 688 468 bp，平均碱基长度为251.14 bp，其中201~300 bp的碱基占总序列数的98.74%，如表 3所示.
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表 3 真菌有效序列的数量及分布 Table 3 Numbers and distributions of efficient sequences of fungi |
利用测序获得的序列进行随机抽样，将抽到的序列数所代表的OTU数目构建稀释性曲线，如图 2，从中可以看出，3个样地的稀释性曲线均趋于平坦，表明测序数据接近饱和，测序的深度比较合理，增加测序数量对发现新的OTU贡献率较小.
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图 2 不同退化阶段土壤真菌OTU稀释曲线 Fig. 2 Rarefaction curves of fungi in different wetland denegation stages |
通过比较DNA序列的相似性，将相似性大于98% 的序列归为同一种可操作分类单元(OTU)[19].对不同退化阶段小叶章湿地土壤真菌ITS rDNA多样性指数进行分析(表 4)，w0、w1、w2的Shannon指数分别为2.33、3.25、3.49，丰富度指数分别为199、291、260，随着沼泽-沼泽化草甸-草甸的变化规律，土壤真菌多样性逐渐升高，草甸湿地真菌多样性最高； 而真菌的丰富度指数与多样性的变化不同，沼泽化草甸湿地真菌丰富度最高.这表明不同退化阶段小叶章湿地土壤真菌的结构和丰富度均存在着差异，且土壤真菌的群落结构变化规律不同.
2.3 不同退化阶段土壤真菌ITS rDNA序列分析将测序所得ITS rDNA序列在UNITE ITS database中进行比对，得到不同退化阶段小叶章湿地真菌的分类情况(表 5)，可以看出不同退化阶段，湿地真菌的优势菌种并不相同，沼泽小叶章湿地真菌优势种群为未知菌群(Fungi_unclassified)，占该样品总序列数的75.12%； 沼泽化草甸小叶章湿地真菌优势种群为子囊菌(Ascomycota)，占该样品总序列数的56.56%； 草甸小叶章湿地真菌优势种群担子菌(Basidiomycota)，占该样品总序列数的72.65%.可以看出不同退化阶段小叶章湿地土壤真菌的群落结构变异较大.
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表 4 不用退化阶段小叶章湿地土壤真菌丰富度和多样性指数 Table 4 Soil fungal diversity indices and abundances in different wetland denegation stages |
随着沼泽湿地-草甸湿地的变化，土壤真菌从未知菌群(Fungi_unclassified)为主要群落类型转变为以担子菌(Basidiomycota)为主的群落结构.湿地退化为草甸湿地后，未知菌群(Fungi_unclassified)减少了71.82% 而担子菌(Basidiomycota)增加了70.63%.此外，沼泽湿地中真菌种类超过5% 还包括子囊菌(Ascomycota)，占该样品总序列数的21.53%.沼泽化草甸中真菌种类超过5% 还包括担子菌(Basidiomycota)和接合菌(Zygomycota)，占该样品总序列数的34.64% 和5.13%.而草甸湿地真菌种类超过5% 的还包括子囊菌(Ascomycota)，占该样品总序列数的22.50%.
从表 5可以看出，小叶章湿地真菌群落结构变异比较大的主要有子囊菌(Ascomycota)、担子菌(Basidiomycota)、未知菌群(Fungi_unclassified).不同退化阶段的主要真菌群落并不相同，而且笔者也发现壶菌门(Chytridiomycota)在沼泽湿地比例0.17%，但是在沼泽化草甸和草甸湿地却消失了，这说明湿地环境的变化对土壤真菌群落结构的影响非常明显.
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表 5 不同退化湿地类型土壤真菌ITS rDNA序列分析 Table 5 Analysis of soil fungal ITS rDNA in different wetland denegation stages |
2.4 群落结构分析
Heatmap图是利用属的分类水平对样品所含的菌属进行聚类，聚类后再对样品中不同OUT中所含的序列丰度进行作图，通过Heatmap图可以直接看出在属水平上各个样品真菌群落结构的差异性.从图 3可见，根据土壤ITS rDNA真菌群落结构变化规律，可以分为4个Clusters.真菌在3个湿地间的丰度变化比较明显，其中变化明显主要有几下真菌：毛霉菌(Mucor)、节枝孢菌(Articulospora)、隐球菌(Cryptococcus)、茎点霉菌(Phoma)、被孢霉菌(Mortierella)、黑附球菌(Epicoccum)、粒毛盘菌(Lachnum)、小球壳孢菌(Microsphaeropsis)、裂孔菌(Schizopora)、伞菌(Agaricaceae)、锤舌菌(Leotiomycetes)、德福霉菌(Devriesia)、发菌(Trichocomaceae)、假裸囊菌(Pseudogymnoascus)、角担子菌(Ceratobasidiaceae)、梨形孢菌(Piriformospora)、盔孢伞菌(Galerina)、红冬孢酵母菌(Rhodosporidium)等.
Cluster 1主要包括毛霉菌(Mucor)、节枝孢菌(Articulospora)、隐球菌(Cryptococcus).在Cluster 1这类真菌的丰度变化沿着从沼泽湿地 沼泽化草甸湿地 草甸湿地退化的过程中逐渐降低.
Cluster 2主要包括茎点霉菌(Phoma)、被孢霉菌(Mortierella)、黑附球菌(Epicoccum)、粒毛盘菌(Lachnum)、小球壳孢菌((Microsphaeropsis)等.从图 3可见，沼泽化草甸小叶章湿地的真菌丰度高，而其他两种湿地的真菌丰度则较低，呈现出的是一种先升高后降低的趋势，这说明真菌群落的丰度变化是复杂的.
Cluster 3主要包括裂孔菌(Schizopora)、伞菌(Agaricaceae)、锤舌菌(Leotiomycetes)、德福霉菌(Devriesia)等.从图 3可以看出，裂孔菌(Schizopora)、伞菌(Agaricaceae)这一簇真菌群落的丰度在沼泽湿地中低于沼泽化草甸和草甸化湿地； 而锤舌菌(Leotiomycetes)、德福霉菌(Devriesia)这一簇真菌群落的丰度在沼泽湿地和沼泽化草甸湿地要低于草甸湿地.
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图 3 基于ITS rDNA序列构建的热图 Fig. 3 Heatmap based on ITS rDNA sequences |
Cluster 4主要包括发菌(Trichocomaceae)、假裸囊菌(Pseudogymnoascus)、角担子菌(Ceratobasidiaceae)、梨形孢菌(Piriformospora)、盔孢伞菌(Galerina)这5类真菌簇.从图 3可以看出，这一类微生物的丰度变化主要呈现出沼泽化草甸湿地最高，沼泽化湿地和草甸化湿地丰度较低.
从总体来看，沼泽化草甸湿地和草甸湿地的真菌群落结构和组成比较接近，沼泽湿地的真菌结构和丰度变化比较大，这说明湿地退化为其它湿地后，土壤真菌结构的变化比较明显，这从图 3可以明显看出.
2.5 土壤真菌多样性与环境因素和植物多样性的关系利用方差分解分析(VPA)定量分析了土壤环境因子和植物多样性对微生物群落结构的贡献量.这2种变量因子总共可以解释98.47%的微生物群落变异格局(图 4).其中土壤pH值、有机碳、总氮、铵态氮、硝态氮和土壤含水量等土壤环境因子分别解释了12.60%、11.76%、14.85%、13.14%、14.35%、21.92%的微生物多样性变化，另外植物多样性解释了9.85%的微生物多样性变化，这说明土壤环境因子和植物多样性是形成微生物群落结构的重要影响因子.
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图 4 环境变量对真菌群落结构影响的VPA分析 Fig. 4 Variation partition analysis of the effects of soil variables on the phylogenetic structure of fungal communities |
微生物主要生活在土壤中，土壤养分条件、土壤的组成、阳离子交换量等都会对土壤微生物的群落结构产生影响[20].所以，土壤养分的不同会直接影响着土壤真菌的群落组成和结构变化.对3个不同类型的土壤真菌群落结构多样性分析可知，随着沼泽湿地 沼泽化草甸湿地 草甸湿地的变化，土壤真菌群落结构多样性指数逐渐增加，这表明，土壤养分对真菌群落结构有着重要的影响.沼泽湿地，常年处于积水状态，土壤含水量高、通气条件差，由于真菌属于需氧微生物，大量的积水抑制了真菌多样性.随着湿地水分的下降，沼泽化草甸湿地和草甸湿地土壤含水量低、通气条件好，为土壤真菌创造了一个良好的微环境，所以形成了较高的真菌多样性.通过VPA分析可知，土壤环境因子对真菌群落结构的解释度可达88.62%，其中土壤含水量的解释度为21.92%，也证明了湿地水文条件对土壤真菌结构具有显著的影响.陈会海等[21]对三江湿地土壤真菌群落多样性的研究发现，湿地水文条件降低了土壤的氧气含量，不利用土壤真菌的生长.徐惠风等[22]的研究也发现土壤含水量高会抑制真菌的多样性.这和本文的研究结果是一致的，说明湿地水位下降后，土壤的通气性得到改善，刺激真菌的生长，增加了真菌的群落多样性.
3.2 不同退化阶段湿地土壤真菌结构变化土壤微生物结构会受到土壤理化性质、地上植物多样性和凋落物的种类及量等影响[23].通过对不同湿地土壤真菌ITS rDNA序列分析表明(表 5)，沼泽湿地、沼泽化草甸湿地和草甸湿地土壤的优势种群并不相同，其中沼泽湿地的优势种群为未知菌群(Fungi_unclassified)，占总测序数的75.12%； 沼泽化草甸小叶章湿地真菌优势种群为子囊菌(Ascomycota)，占总测序数的56.56%； 草甸小叶章湿地真菌优势种群担子菌(Basidiomycota)，占总测序数的72.65%.造成真菌优势种群的发生变化的原因可能有：①土壤养分不同，沼泽湿地常年积水，土壤透气差，所以其真菌的群落组成也以未知真菌为主，沼泽化草甸和草甸土壤含水量低、透气性好，主要种群也改变为子囊菌和担子菌； ②地上植物组成不同，从表 1可以看出，虽然3个湿地都以小叶章为主要建群种，但是沼泽化湿地植物种类少，凋落物单一，而且由于其土壤含水量高，凋落物分解慢，导致土壤真菌的优势种群也比较单一.而沼泽化草甸和草甸由于其土壤环境改善，植物种类增加，凋落物的种类也相应地增加、分解加快，所以导致了土壤真菌以子囊菌和担子菌为主.Tang等[24]通过分析发现，不同海拔和植被类型，淹水时间是导致湿地土壤微生物群落改变的主要原因.赵庆节[25]也发现种植不同植物的人工湿地土壤微生物结构存在明显差异.但是也有研究发现，植物群落结构的变化、土壤养分和凋落物的组成并不一定会导致土壤微生物结构发生变化[26, 27].所以对于影响真菌群落改变的因素目前还尚无统一定论，需要进行长期的观测研究.
3.3 不同退化阶段湿地土壤真菌丰度的变化三江平原小叶章湿地对水分变化极为敏感，当湿地水分发生改变时会对微生物的生物学特性发生影响[28].从本研究来看，土壤真菌的变化随着水分的变化，真菌的丰富度也发生了迅速的改变，比如Cluster 1中毛霉菌这类真菌一般喜欢生长在高湿度以及通风不良的环境中，所以当湿地水分降低后，毛霉菌的丰富度也降低(图 2).而有些真菌如Cluster 2中粒毛盘菌喜欢生长在潮湿的环境中[29]，所以笔者发现粒毛盘菌这类真菌在沼泽化草甸湿地的丰度最高，而在沼泽湿地和草甸湿地则相对较低.Cluster 3中锤舌菌属在沼泽湿地比较低，随着水位下降，在沼泽化草甸湿地和草甸湿地的丰度则相对较高.Cluster 4这一类群真菌丰度在沼泽化草甸湿地比较高，而在沼泽湿地和草甸湿地较低.真菌的丰度会受到多因素的影响，并不是单一因子控制的，所以本研究也发现，并不能完全用湿地水分多少来分析真菌的丰度变化，应该从多角度来进行分析.
一般来说，土壤中微生物群落结构越复杂、多样性越高，则土壤生态系统越稳定，生态系统的生态功能越高，进而对外界环境变化的缓冲效应越强[20].从本研究的结果来看，湿地水分下降后，湿地从沼泽湿地像沼泽化草甸和草甸湿地退化，从土壤微生物结构来看，这反而是有利的.这里需要说明，湿地是陆地生态系统的一个重要的碳汇[30]，当湿地水位下降，出现退化之后，地表直接与大气接触，微生物由于从厌氧状态变成有氧状态，微生物活性增强，从而使得土壤中的碳以二氧化碳的形式释放到大气当中，造成温室气体排放的增加，这也是目前全球变化关心的问题之一.而且，湿地退化后，原有的植物(芦苇、小叶章)失去生存的环境，而以白桦林等为主的森林面积却逐渐增加，这也会对湿地生态系统功能造成明显的改变.所以湿地水位下降，发生退化，虽然可以短暂地增加土壤微生物的多样性，但是从长远来看，确实对生态系统造成不利的影响，所以应该对湿地进行合理的管理和保护，发挥湿地的生态作用.
4 结论(1) 湿地水量减少之后，小叶章沼泽湿地向小叶章草甸湿地退化后，土壤真菌群落多样性会逐渐增加，而且主要优势种群也发生变化，由未知菌群转变为担子菌群.
(2) 通过对真菌类群的heatmap分析可知，3个不同退化湿地阶段真菌的丰度是不同的，总体上可以分为4个clusters，不同的类群之间丰度随着湿地的演替，呈现出分别不同的趋势.
(3) 通过VPA分析可知，湿地退化后造成湿地土壤环境的不同以及地上植被组成上的改变会引起土壤微生物群落结构的改变.
| [1] | Liu J J, Zheng C Y, Song C C, et al. Conversion from natural wetlands to paddy field alters the composition of soil bacterial communities in Sanjiang Plain,Northeast China[J]. Annals of Microbiology , 2014, 64 (3) : 1395–1403. DOI:10.1007/s13213-013-0784-9 |
| [2] | Zheng C Y, Wang G H, Liu J J, et al. Characterization of the major capsid genes (g23) of T4-Type bacteriophages in the Wetlands of Northeast China[J]. Microbial Ecology , 2013, 65 (3) : 616–625. DOI:10.1007/s00248-012-0158-z |
| [3] | Taufik M, Setiawan B I, Van Lanen H A J. Modification of a fire drought index for tropical wetland ecosystems by including water table depth[J]. Agricultural and Forest Meteorology , 2015, 203 : 1–10. DOI:10.1016/j.agrformet.2014.12.006 |
| [4] | Zhang Z Q, Xing W, Wang G P, et al. The peatlands developing history in the Sanjiang Plain,NE China,and its response to East Asian monsoon variation[J]. Scientific Reports , 2015, 5 : 1–10. DOI:10.9734/JSRR |
| [5] | Hu C J, Fu B J, Liu G H, et al. Vegetation patterns influence on soil microbial biomass and functional diversity in a hilly area of the Loess Plateau,China[J]. Journal of Soils and Sediments , 2010, 10 (6) : 1082–1091. DOI:10.1007/s11368-010-0209-3 |
| [6] | Gryta A, Frac M, OszustT K. The application of the Biolog EcoPlate approach in ecotoxicological evaluation of dairy sewage sludge[J]. Applied Biochemistry and Biotechnology , 2014, 174 (4) : 1434–1443. DOI:10.1007/s12010-014-1131-8 |
| [7] | Xiong Q L, Pan K, Zhang L, et al. Warming and nitrogen deposition are interactive in shaping surface soil microbial communities near the alpine timberline zone on the eastern Qinghai-Tibet Plateau,southwestern China[J]. Applied Soil Ecology , 2016, 101 : 72–83. DOI:10.1016/j.apsoil.2016.01.011 |
| [8] | Yin R, Deng H, Wang H L, et al. Vegetation type affects soil enzyme activities and microbial functional diversity following re-vegetation of a severely eroded red soil in sub-tropical China[J]. Catena , 2014, 115 : 96–103. DOI:10.1016/j.catena.2013.11.015 |
| [9] | 刘彩霞, 焦如珍, 董玉红, 等. 应用PLFA方法分析氮沉降对土壤微生物群落结构的影响[J]. 林业科学 , 2015, 51 (6) : 155–162. |
| [10] | Dan D, Zhang D P, Liu W C, et al. Diversity analysis of bacterial community from permafrost soil of Mo-he in China[J]. Indian Journal of Microbiology , 2014, 54 (1) : 111–113. DOI:10.1007/s12088-013-0420-1 |
| [11] | 鲁顺保, 张艳杰, 陈成榕, 等. 基于BIOLOG指纹解析三种不同森林类型土壤细菌群落功能差异[J]. 土壤学报 , 2013, 50 (3) : 618–623. |
| [12] | Wang N N, Wang M J, Li S L, et al. Effects of variation in precipitation on the distribution of soil bacterial diversity in the primitive Korean pine and broadleaved forests[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology , 2014, 30 (11) : 2975–2984. DOI:10.1007/s11274-014-1725-x |
| [13] | 罗希茜, 郝晓晖, 陈涛, 等. 长期不同施肥对稻田土壤微生物群落功能多样性的影响[J]. 生态学报 , 2009, 29 (2) : 740–748. |
| [14] | 范瑞英, 杨小燕, 王恩姮, 等. 黑土区不同林龄落叶松人工林土壤微生物群落功能多样性的对比研究[J]. 北京林业大学学报 , 2013, 35 (2) : 63–68. |
| [15] | Yoshitake S, Fujiyoshi M, Watanabe K, et al. Successional changes in the soil microbial community along a vegetation development sequence in a subalpine volcanic desert on Mount Fuji,Japan[J]. Plant and Soil , 2013, 364 (1-2) : 261–272. DOI:10.1007/s11104-012-1348-7 |
| [16] | 肖烨, 黄志刚, 武海涛, 等. 三江平原典型湿地类型土壤微生物特征与土壤养分的研究[J]. 环境科学 , 2015, 36 (5) : 1842–1848. |
| [17] | 刘景双, 王金达, 李仲根, 等. 三江平原沼泽湿地N2O浓度与排放特征初步研究[J]. 环境科学 , 2003, 24 (1) : 33–39. |
| [18] | 何太蓉, 李贤良, 杨达源, 等. 三江平原草甸白浆土P、K养分含量特征及影响因素[J]. 环境科学 , 2004, 25 (1) : 133–137. |
| [19] | Stach J E M, Maldonado L A, Masson D G, et al. Statistical approaches for estimating actinobacterial diversity in marine sediments[J]. Applied and Environmental Microbiology , 2003, 69 (10) : 6189–6200. DOI:10.1128/AEM.69.10.6189-6200.2003 |
| [20] | 王光华, 金剑, 徐美娜, 等. 植物、土壤及土壤管理对土壤微生物群落结构的影响[J]. 生态学杂志 , 2006, 25 (5) : 550–556. |
| [21] | 陈会海, 许修宏, 李洪涛. 应用PCR-DGGE分析三江湿地土壤真菌群落结构的多样性[J]. 环境科学研究 , 2012, 25 (11) : 1272–1278. |
| [22] | 徐惠风, 刘兴土, 白军红. 长白山沟谷湿地乌拉苔草沼泽湿地土壤微生物动态及环境效应研究[J]. 水土保持学报 , 2004, 18 (3) : 15-117–122. |
| [23] | 陈为峰, 史衍玺. 黄河三角洲新生湿地不同植被类型土壤的微生物分布特征[J]. 草地学报 , 2010, 18 (6) : 859–864. |
| [24] | Tang Y S, Wang L, Jia J W, et al. Response of soil microbial community in Jiuduansha wetland to different successional stages and its implications for soil microbial respiration and carbon turnover[J]. Soil Biology and Biochemistry , 2011, 43 (3) : 638–646. DOI:10.1016/j.soilbio.2010.11.035 |
| [25] | 赵庆节. 种植不同植物的人工湿地土壤微生物群落研究[J]. 上海交通大学学报(农业科学版) , 2011, 29 (3) : 47–52. |
| [26] | Andersen R, Grasset L, Thormann M N, et al. Changes in microbial community structure and function following Sphagnum peatland restoration[J]. Soil Biology and Biochemistry , 2010, 42 (2) : 291–301. DOI:10.1016/j.soilbio.2009.11.006 |
| [27] | Tscherko D, Hammesfahr U, Zeltner G, et al. Plant succession and rhizosphere microbial communities in a recently deglaciated alpine terrain[J]. Basic and Applied Ecology , 2005, 6 (4) : 367–383. DOI:10.1016/j.baae.2005.02.004 |
| [28] | 王洋, 刘景双, 窦晶鑫, 等. 三江平原典型小叶章湿地土壤微生物量碳的动态变化特征[J]. 浙江大学学报(农业与生命科学版) , 2009, 35 (6) : 691–698. |
| [29] | 陈辉, 叶明, 谭炜. 安徽大别山粒毛盘菌初探[J]. 生物学杂志 , 2008, 25 (1) : 26–27. |
| [30] | 吕铭志, 盛连喜, 张立. 中国典型湿地生态系统碳汇功能比较[J]. 湿地科学 , 2013, 11 (1) : 114–120. |