六溴环十二烷(HBCD,1,2,5,6,9,10-hexabromocyclododecane)作为添加型溴代阻燃剂已经在全世界范围内广泛使用，被广泛应用于建筑热绝缘材料、 纺织品、 塑料、 电子电器产品中. 2001年其全球产量已达16 700 t，欧洲用量9 500 t，日本和美国分别为2 200 t和2 800 t^[1]，目前全球HBCD年均消耗量已超过22 000 t^[2] . 由于HBCD具有稳定的环状结构、 亲脂性以及持久性，已在环境多介质(大气、 土壤、 水及底泥)和生物体、 人体中检出^[3]. HBCD能够对动物体内分泌和免疫参数产生影响，可能和多氯联苯一样，能够造成人体基因破坏，从而导致包括癌症在内的一系列疾病^[4]. 现有的毒理学研究显示出HBCD的一个重要的毒性效应为甲状腺毒性，HBCD的暴露会造成大鼠及鱼类的甲状腺滤泡上皮细胞增生、 甲状腺激素循环改变^[5]. 有研究表明溴代阻燃剂会造成动物内分泌紊乱，其作用的靶器官主要为甲状腺轴^[6]. 李明园等^[7]研究了多溴联苯醚与甲状腺激素间的相关性，认为BDE-28、 -47等与TSH水平间存在显著的负相关性. BDE-28、 -47与T3，BDE-153、 -183与FT3水平之间呈现显著地正相关性. Kuiper等^[8]研究了HBCD对实验雌鼠的内分泌以及免疫系统的影响，认为HBCD的暴露对最敏感的生物体参数甲状腺产生影响的最低基准剂量(以体重计)为1.6 mg ·kg^-1，相当于(以肝重计)43 μg ·g^-1,总甲状腺激素减少的标准剂量为55.5 mg ·kg^-1，且HBCD对甲状腺轴的影响剂量与效果有显著的相关性. 从现有研究结论来看，HBCD对小鼠和鱼的急性毒性作用并不明显，而长期暴露会导致肝重增加、 四碘甲腺原氨酸水平降低、 促甲状腺激素水平升高及基因重组^[9]. HBCD还会对小鼠学习行为、 记忆能力产生一定影响^[10]. 但HBCD对人体甲状腺激素的影响方面的研究还鲜见相关报道.

目前我国对HBCD的生产、 使用量已达到一定规模，据统计我国2007年HBCD生产能力约为7 500 t，年均增长率约为7%^[11]. 生产厂家主要集中在山东、 河北等地. 本研究以我国溴代阻燃剂主要生产基地——山东省潍坊滨海经济技术开发区为研究区域，探讨了生产源区居民血清中3种HBCD异构体(α-,β-,γ-HBCD)的水平，测定了相应人体的三碘甲腺原氨酸(T3)、 游 离 三 碘 甲 腺 原 氨 酸 (FT3)、 四碘甲腺原氨酸(T4)、 血清游离甲状腺素(FT4)、 促甲状腺激素(TSH)这5项甲状腺指标，并分析了人体血清中HBCD暴露水平与5项甲状腺指标间的相关关系，进一步了解人体中HBCD暴露水平对甲状腺激素水平的潜在影响. 1 材料与方法 1.1 血清样品的采集

2009年2~4月间，在当地医院帮助下随机采集了80个居民前臂血清样品，献血者均来自HBCD生产工厂附近村庄(不排除其中包含有HBCD生产工厂工人)，样品在3000 r ·min^-1离心机中离心15 min，得到2~4 mL血清. 采集到样品的年龄范围为30~50岁，平均年龄42岁. 其中，男性样品32份，平均年龄41岁； 女性样品48份，平均年龄42岁. 采集到的血清放在医疗专用聚丙烯管中，存放于冰箱，运送到实验室后存放于-20℃冰箱中.

UPLC-ESI-MS/MS(Waters Acquity，USA)； BEH C₁₈ 反相柱，2.1×50 mm,1.7 μm (Waters，USA)； 高速离心机(Beckman，USA)； BCD-289K/A型冰箱(海尔)； 涡旋混合器(海门市其林贝尔仪器制造有限公司)； BF2000氮气吹干仪(北京八方世纪科技有限公司)； AUX120电子天平(Shimadzu Corporation)； 化学发光免疫分析仪(郑州安图生物工程有限公司). 丙酮、 正己烷、 二氯甲烷(J.T.Baker 公司)均为农残级； 甲醇、 甲基叔丁基醚、 乙腈、 异丙醇(J.T.Baker 公司)均为色谱级； 无水乙醇、 壬烷、 二氯甲烷石油醚、 浓H₂SO₄、 浓HCl(分析纯级，北京北化精细化学品有限公司)； 标准物质：¹³ C₁₂-α-HBCD、¹²C₁₂-α-、 β-、 γ-HBCD 标准样品，均购自美国Cambridge Isotope Laboratories.

取出3.0 mL血清(不足3.0 mL的样本，将管内血清全部取出)样品于20.0 mL的比色管中，准确记录下血清样品的体积和质量. 加入¹³ C₁₂-α-HBCD内标后，加入1 mL 6.0 mol ·L^-1浓 HCl，均匀混合后加入6.0 mL 异丙醇. 再用6.0 mL体积比为1 ∶1的正己烷-甲基叔丁基醚萃取. 使用涡旋混合器混合1 min，在高速离心机中(5 000 r ·min^-1)离心5 min后将有机层转移到另一个20.0 mL的比色管中，并加入4 mL 1%的KCl水溶液. 血清样品继续用4.0 mL体积比为1 ∶1的正己烷-甲基叔丁基醚萃取3次，萃取液合并. 再次离心后，有机相转移到已称好恒重的试管中，用4.0 mL体积比为1 ∶1的正己烷-甲基叔丁基醚萃取下层KCl水溶液3次，合并有机层于之前恒重过的试管中. 用高纯氮气吹至近干，利用重量分析法测定血清中脂肪质量. 称量完成后立即加入4.0 mL正己烷、 2.0 mL KOH溶液(0.5 mol ·L^-1，溶于50%乙醇)，混合后离心，将上层有机层转移到比色管中，下层用4.0 mL正己烷萃取3次，萃取液合并于上述比色管内. 将比色管中的样品氮吹到10.0 mL左右. 之后加入4.0 mL浓硫酸，混合均匀、 离心后，将有机相转入到新试管中，余下部分再用4.0 mL正己烷重复萃取3次，萃取液移入新试管中. 用高纯氮将萃取液浓缩至1 mL.

使用复合硅胶柱对样品进行纯化，由下往上依次加入0.1 g中性硅胶、 0.5 g酸性硅胶、 1.5 g无水硫酸钠，除去残余水分和脂类成分. 复合硅胶柱先用5 mL正己烷活化，上样后用12 mL 体积比为1 ∶1的正己烷-二氯甲烷洗脱，用离心管收集洗脱液. 最终氮吹定容至30 μL左右，进行测定.

液相色谱条件为进样量：3 μL； 流动相：80% 甲醇:20%[乙腈 ∶水(体积比2 ∶8)]； 流速：0.25 mL ·min^-1； 色谱柱温度：35℃.

质谱条件为电喷雾负离子扫描模式(ESI^-)； 多重反应监测(MRM). 监测离子通道：m/z 640.6 m/z 78.9、 m/z 652.4 m/z 78.9； 离子源温度：120℃； 锥孔电压：20 V； 毛细管电压：2.5 kV； 脱溶剂气温度：400℃； 脱溶剂气流速：9.2 L ·min^-1； 碰撞气电压：40 V； 碰撞气流速0.15 mL ·min^-1. 锥孔气流速：2.2 L ·min^-1；

回收率实验：根据血清样品的处理方法，平行操作3份血清样品，加入¹³ C₁₂-α-HBCD内标，同时做一份空白样品. 平均回收率为79.7%±5.8%. 每20个样品做一个空白实验，空白实验样品中未检出¹³ C₁₂-α-HBCD及HBCD异构体，符合痕量分析要求. α-、 β-、 γ-HBCD采用同位素内标法定量以及5点校正曲线法，所有异构体校准曲线的可决系数≥0.999 0. α-、 β-、 γ-HBCD的仪器检出限分别为2.4、 2.4、 1.2 pg ·g^-1，方法检出限分别为20、 20、 10 pg ·g^-1. 2 结果与分析 2.1 血清样本中HBCD水平

在80个人血样本中α-、 β-、 γ-HBCD及ΣHBCD含量呈现正态分布(Kolmogorov-Smirnov test,P<0.001). 其中12个人血样品中α-、 β-、 γ-HBCD均未检出. 其余68个检出HBCD的样品中，α-HBCD含量占主导的有26个，另外42个样品中γ-HBCD丰度最高，而β-HBCD对人血中ΣHBCD含量贡献最低. 80个血清样品中ΣHBCD含量(以脂重计，下同)在nd~2 702.5 ng ·g^-1 之间，均值和中值分别为104.9 ng ·g^-1和5.9 ng ·g^-1，男、 女样本血清中HBCD含量如表 1所示. 两个极高值出现在女性样品中，ΣHBCD含量分别为：2 702.5 ng ·g^-1 和2 304.7 ng ·g^-1，女性ΣHBCD平均含量为146.4 ng ·g^-1，中值为5.9 ng ·g^-1. 男性组中最高含量为382.77 ng ·g^-1，均值和中值分别为42.6 ng ·g^-1和5.6 ng ·g^-1.

表 1(Table 1)

表 1 人血清样品中α-、 β-、 γ-及ΣHBCD含量 (以脂重计)1)/ng ·g-1 Table 1 Concentrations of α-,β-,γ-HBCD isomers and ΣHBCD in human serum samples (lipid weight)/ng ·g-1 性别年龄范围 女性组30~50岁 男性组30~50岁 项目 α-HBCD β-HBCD γ-HBCD ΣHBCD α-HBCD β-HBCD γ-HBCD ΣHBCD 浓度范围 nd~30.1 nd~24.7 nd~2 702.5 nd~2 702.5 nd~182.9 nd~39.0 nd~342.2 nd~382.8 均值 4.7 1.9 139.8 146.4 9.0 1.7 31.9 42.6 中值 2.0 0.6 3.0 5.9 2.0 nd 1.5 5.6 5th百分位值 nd nd nd nd nd nd nd nd 95th百分位值 26.8 14.1 1 463.6 1 469.8 80.1 17.6 224.4 361.6 1) nd代表低于检出限

表 1 人血清样品中α-、 β-、 γ-及ΣHBCD含量 (以脂重计)1)/ng ·g-1 Table 1 Concentrations of α-,β-,γ-HBCD isomers and ΣHBCD in human serum samples (lipid weight)/ng ·g-1

甲状腺激素指标是鉴别有无甲状腺功能疾病的重要依据. 本研究采用微粒子化学发光免疫分析法 对血清样品中甲状腺激素水平进行了测定. 在医学上通常认为甲状腺激素指标中有一项异常即认为甲状腺激素异常，其中TSH在诊断甲亢和甲低时都非常灵敏，而游离类激素比总激素能更好地反映甲状腺功能的实际水平，5项指标的联合使用，对甲状腺疾病的诊断和治疗都有着非常重要的指导作用^[12].

80个随机采取的血清样品中，有26个样品至少1项甲状腺指标超出正常范围(高于上限值或低于下限值)，异常率高达33%. 甲状腺指标异常数据统计见表 2，TSH升高的1个； T3下降的6个，升高的2个； FT3下降的6个； T4下降的12个，升高的1个； FT4下降的4个，升高的3个.

表 2(Table 2)

表 2 人血样中甲状腺指标数据统计 1) Table 2 Data of thyroid hormone in human serum samples 编号 性别 年龄 TSH/μIU·mL-1 (0.4~5.3) T3/ng·mL-1 (0.8~1.9) FT3/pg·mL-1 (3.0~6.5) T4/μg·dL-1 (5.0~13.0) FT4/ng·dL-1 (0.9~1.9) DJW1 男 48 2.93 1.04 2.50 ↓ 7.55 1.15 DJW5 男 47 2.42 0.93 2.89 ↓ 5.46 1.31 HT6 女 32 2.46 0.87 2.06 ↓ 4.96 ↓ 1.26 HT7 女 48 2.98 0.73 ↓ 1.77 ↓ 4.99 ↓ 1.14 HT10 女 47 2.11 0.96 3.24 4.99 ↓ 1.25 HT17 女 43 3.57 1.59 3.93 10.31 2.37 ↑ HT28 男 46 7.62 ↑ 1.11 4.10 6.06 1.08 HT35 男 43 1.89 0.87 3.79 4.94 ↓ 0.89 HT37 男 40 2.69 0.86 2.93 ↓ 5.39 0.75 ↓ FZK20 女 47 2.05 1.30 4.54 4.93 ↓ 1.01 FZK3 女 44 4.96 1.32 4.59 11.61 1.95 ↑ FZK36 男 40 1.13 0.69 ↓ 3.75 6.22 1.08 FZK34 男 34 0.79 0.66 ↓ 2.78 ↓ 7.51 1.01 XX2 女 40 1.63 0.85 4.01 4.78 ↓ 0.92 XX6 女 35 0.94 0.79 ↓ 4.11 5.60 0.89 XX8 男 47 1.31 1.12 4.32 5.20 0.83 ↓ XX10 男 33 2.19 0.72 ↓ 3.81 4.60 ↓ 1.32 XX11 女 42 1.58 1.02 3.57 3.08 ↓ 0.58 ↓ XX12 女 43 0.78 0.58 ↓ 4.4 3.81 ↓ 0.99 XX14 女 43 1.44 0.89 4.35 5.30 0.85 ↓ XX22 男 47 1.30 1.10 4.13 4.69 ↓ 0.94 XX23 女 49 2.37 1.38 3.94 13.05 ↑ 2.14 ↑ XX24 男 45 1.22 1.35 4.05 4.72 ↓ 1.05 XX29 女 50 1.34 1.28 4.26 4.91 ↓ 0.95 ZX1 男 48 1.13 1.95 ↑ 3.69 9.28 1.27 ZX9 女 33 2.37 2.32 ↑ 4.76 11.22 1.29 1)↑ 表示高于上限值,↓ 表示低于下限值； 括号内表示正常值范围

表 2 人血样中甲状腺指标数据统计 1) Table 2 Data of thyroid hormone in human serum samples

加拿大普通百姓血清样本中(n=57)ΣHBCD的浓度为0.33~8.9 ng ·g^-1，均值为1.0 ng ·g^-1[13]. 采自希腊某电脑公司职员的血清中(n=61)ΣHBCD的浓度为0.49~38.8 ng ·g^-1，均值和中值分别为3.39 ng ·g^-1和1.32 ng ·g^-1[14]. 采自韩国的孕妇和婴儿的配对血清样本(n=76)中ΣHBCD含量在-1，均值为15.1 ng ·g^-1[15]. 荷兰普通居民脐带血血清样本(n=12)中ΣHBCD浓度为＜0.16~4.2 ng ·g^-1，均值和中值分别为1.7 ng ·g^-1和0.32 ng ·g^-1，而产妇血清(n=78)中ΣHBCD浓度为＜0.16~7.0 ng ·g^-1，均值和中值分别为1.3 ng ·g^-1和1.1 ng ·g^-1[16]. 挪威普通人群血清中(n=41)ΣHBCD含量在＜1.0~52 ng ·g^-1，均值及中值分别为9.6 ng ·g^-1和4.1 ng ·g^-1[17]. 瑞典居民血清中(n=50)ΣHBCD浓度为＜0.24~3.4 ng ·g^-1，中值为0.46 ng ·g^-1[18]. 采集自中国天津的包括学生、 警察和室内清洁工在内的居民(n=128)血清样本中，仅在一名男性清洁工血清中检测出HBCD，ΣHBCD浓度为133 ng ·g^-1[19]. 在挪威一个生产发泡聚苯乙烯工厂的工人血清中，检测出ΣHBCD浓度为6.0~856.0 ng ·g^-1，均值及中值分别为218 ng ·g^-1 和117 ng ·g^-1[20]. 本研究中ΣHBCD最高含量高于挪威职业暴露人群中

ΣHBCD含量，均值(103.85 ng ·g^-1)和中值(5.98 ng ·g^-1 )均低于上述职业工人暴露水平，但是却显著高于世界其他地区普通居民血清中ΣHBCD浓度，说明与职业暴露人群相比，当地居民HBCD暴露程度存在很大的个体差异，与普通人群相比，当地居民HBCD暴露程度仍然处于较高水平. 整体来看，山东潍坊滨海经济开发区当地居民ΣHBCD暴露水平低于职业暴露水平，但却高于普通人群暴露水平. 这可能与个人暴露程度不同及个人对HBCD代谢速率不同等因素相关联.

工业上生产的HBCD主要包含了16种异构体，其中以α-HBCD (10%~13%)、 β-HBCD (<0.5%~12%)和γ-HBCD (75%~89%)这3种非对映异构体为主^[21]. 本研究中α-HBCD、 β-HBCD、 γ-HBCD的检出率分别为73%、 45%、 81%. 68个检出HBCD的人血清样本中，γ-HBCD占主导的有42个样品，α-HBCD占主导的有26个. 这与工业品中HBCD异构体的组成有一定差异，这一差异在其它学者的研究中也得以证明. 在加拿大人体血清样本中(n=57)α-HBCD检出率为100%，β-HBCD和γ-HBCD的检出率分别为23%和35%，在检出HBCD的样本中α-HBCD的贡献率最高^[9]. 瑞典一个老人混合血清的样本中，α-HBCD的含量对总量贡献率高达97%~99%^[14]. 有研究认为，在CYP 450酶的作用下，生物体对β-、 γ-HBCD的代谢速率比α-HBCD快^[22]，因此人体通过饮食、 呼吸等途径摄入的γ-HBCD会在人体内转化为α-HBCD^[23]. 上述结论可能是造成部分人体样本中α-HBCD含量升高的一个重要原因.

其他研究结果同样也表明在人体组织样本中HBCD异构体的含量比例有很大的个体差异. 采自北京的人乳样本(n=103)中α-HBCD、 β-HBCD、 γ-HBCD的检出率分别为89%、 27%、 20%. 其中α-HBCD的平均贡献率最高(92%)，γ-HBCD次之(24%)，β-HBCD最少^[24]. 英国人乳样本(n=34)中α-HBCD占总量的62%~95%，β-HBCD、 γ-HBCD分别占总量的2%~18%和3%~33%^[25]. 在加拿大胎儿肝脏组织样本中(n=51)中，α-HBCD占总量的55.8%±31.4%，β-HBCD、 γ-HBCD分别占总量的10.5%±16.7%和33.7%±32.9%. 在胎盘组织样本中(n=142)中，α-HBCD占总量的67.6%±32.8%，β-HBCD和γ-HBCD分别占总量的5.97%±14.3%和26.4%±31.2%^[26]. 在美国人体脂肪组织样本中，γ-HBCD含量占主导趋势(83%)，但仍有17%样品中α-HBCD含量高于γ-HBCD^[27]. 挪威一个生产发泡聚苯乙烯工厂的工人血清中，α-和γ-HBCD分别占总量的60%和39%^[20]. 从目前研究结果来看，人体组织样本中HBCD异构体组成比例的差异可能是由外部环境包括个体暴露程度、 暴露环境中HBCD异构体组成及个体体质的差异(对HBCD异构体代谢能力、 选择性代谢)等因素综合决定.

将本研究中血清样本按性别、 年龄分为8组，不同年龄组血清中ΣHBCD的浓度对比见图 1. 其中46~50岁的人群血清中HBCD浓度处于4个年龄段中的较高水平，而另一个浓度较高的是31~35岁人群，男性血清中HBCD浓度在31~35岁、 41~45岁、 46~50岁年龄段中均高于女性血清中HBCD浓度. 但统计学检验无显著相关性(Independent samples test，P=0.148)，这与Rawn等^[13]得出的ΣHBCD与年龄、 性别没有显著相关性的结论相一致.

图 1

Fig. 1

图 1 不同年龄、 性别组血清样品中ΣHBCD浓度对比 Fig. 1 Comparison of HBCD concentrations in serum among different age and gender groups 低于检出的按检出限的一半计算； M 31~35代表男性31~35岁，F 31~35代表女性31~35岁，以此类推

将α-、 β-、 γ-HBCD、 ΣHBCD含量及甲状腺5项指标之间做皮尔森相关性分析(Pearson correlation coefficient)，相关系数见表 3. 研究结果表明T3 与 FT3 (r=0.353，P=0.001)、 T4 与 FT4(r=0.627，P≤0.001)之间具有显著性正相关. 实际上，甲状腺生成的 T3、 T4 运送到血液循环中后与蛋白质结合，而 FT3、 FT4 是循环血中甲状腺激素的活性部分，不与蛋白质结合，呈游离态，与 T3、 T4 在血液中保持相对恒定，维持其正常的生理功能，这与本研究中得出的相关性结论一致. 另外，T4 在外周组织经脱碘可以形成生物活性较强的T3，有研究认为 T3 除在甲状腺制造外，正常人中约有 70%~90% 由 T4 转换而来^[28]，这也符合本研究中 T3 与 T4 之间呈现的显著性相关(r =0.502，P≤0.001).

表 3(Table 3)

表 3 80个血清样品中HBCDs与甲状腺指标间的Pearson相关性系数 1) Table 3 Pearson correlation coefficient between HBCD and thyroid indicators in the 80 human serum samples α β γ TSH T3 FT3 T4 FT4 α Pearson相关性 1 0.848** 0.030 -0.173 -0.114 -0.061 -0.055 -0.141 显著性(双侧) 0.000 0.791 0.125 0.316 0.592 0.631 0.214 β Pearson相关性 0.848** 1 0.057 -0.175 -0.113 -0.047 -0.036 -0.117 显著性(双侧) 0.000 0.615 0.121 0.318 0.677 0.749 0.302 γ Pearson相关性 0.030 0.057 1 0.034 0.146 0.124 -0.168 -0.100 显著性(双侧) 0.791 0.615 0.764 0.198 0.274 0.137 0.378 TSH Pearson相关性 -0.173 -0.175 0.034 1 0.117 -0.048 0.195 0.285* 显著性(双侧) 0.125 0.121 0.764 0.301 0.672 0.084 0.010 T3 Pearson相关性 -0.114 -0.113 0.146 0.117 1 0.353** 0.502** 0.369** 显著性(双侧) 0.316 0.318 0.198 0.301 0.001 0.000 0.001 FT3 Pearson相关性 -0.061 -0.047 0.124 -0.048 0.353** 1 0.183 0.042 显著性(双侧) 0.592 0.677 0.274 0.672 0.001 0.104 0.714 T4 Pearson相关性 -0.055 -0.036 -0.168 0.195 0.502** 0.183 1 0.627** 显著性(双侧) 0.631 0.749 0.137 0.084 0.000 0.104 0.000 FT4 Pearson相关性 -0.141 -0.117 -0.100 0.285* 0.369** 0.042 0.627** 1 显著性(双侧) 0.214 0.302 0.378 0.010 0.001 0.714 0.000 1)**在0.01水平(双侧)上显著相关； *在0.05水平(双侧)上显著相关

表 3 80个血清样品中HBCDs与甲状腺指标间的Pearson相关性系数 1) Table 3 Pearson correlation coefficient between HBCD and thyroid indicators in the 80 human serum samples

研究结果显示HBCD含量与甲状腺激素水平无统计学意义上的相关性(P＞0.05). 同时，将α-、 β-、 γ-HBCD及ΣHBCD含量按人体甲状腺指标是否正常分组，做独立样本t检验(Independent t-test)，P值均大于0.05，结果表明甲状腺指标正常组和异常组血清中HBCD含量水平无显著差异性. 但是，将HBCD检出组和HBCD未检出组的5项甲状腺指标出现异常的个数进行配对样本T检验(Paired sample T test)，配对数据如表 4. 结果表明，检出HBCD异构体的样本中，5项指标出现异常的概率显著高于未检出HBCD的血清样品(双侧，P＜0.05). 说明人群HBCD暴露会显著增加甲状腺指标的异常率.

表 4(Table 4)

表 4 HBCD检出组与未检出组甲状腺指标异常样本数 Table 4 Abnormal sample size of thyroid indicators in HBCD detected group and undetected group 配对指标 甲状腺指标异常的样本数 HBCD检出组 HBCD未检出组 TSH 2 0 T3 8 0 FT3 7 0 T4 13 0 FT4 6 1

表 4 HBCD检出组与未检出组甲状腺指标异常样本数 Table 4 Abnormal sample size of thyroid indicators in HBCD detected group and undetected group

本研究认为3种HBCD异构体水平与5项甲状腺激素指标之间没有显著的相关性，这与冀秀玲等^[29]的研究认为HBCD的甲状腺激素干扰机制有别于传统的环境干扰物相一致. 这可能缘于HBCD封闭的环状结构与甲状腺激素的结构存在较大的差异，较难产生竞争结合，从而导致其通过其它途径产生甲状腺毒性. 但Okazaki等^[4]和Olsen等^[30]的研究则认为β-HBCDs和TSH之间有弱相关性. 可见，目前不同研究中对HBCD对甲状腺激素水平的影响尚有不同的结论，这可能与不同的环境暴露条件和个体对HBCD的代谢差异有关. 但是，本研究80名受试者甲状腺指标异常率显著偏高，以及人血清中检出HBCD异构体的人群中甲状腺激素水平异常率显著高于未检出HBCD的人群，由此需要进一步开展有关HBCD对人体甲状腺激素水平的影响机制的研究. 4 结论

本研究结果显示，生产源区人体血清中HBCD水平处于较高的暴露水平，个体血清样本中HBCD异构体组成具有一定的差异性. 人血清ΣHBCD浓度与年龄、 性别无显著相关性. 检出HBCD异构体的人血清样本中，TSH、 T3、 FT3、 T4及FT4这5项指标出现异常的概率显著高于未检出HBCD的血清样本. 本研究地区的当地居民属于HBCD高暴露人群，有关HBCD对该地区人体健康的影响需进一步开展研究.