在活性污泥系统中,污泥的效率是由微生物增长和内源衰减过程的比呼吸速率决定的^[1]. 在微生物高速率增长期(基质过量)，其增长占主导地位而内源呼吸过程可能常常被忽略； 然而在很多环境下基质是受限的，此时内源呼吸过程对生物量和整个系统的运行将产生显著的影响^[1]. 内源过程是不同生理机制相结合的过程，这些过程包括细胞维持所需的基质利用、 细胞衰减、 内源呼吸、 高等生物的捕食、 病毒攻击或不利环境条件下(pH、 有毒物质、 温度)的细胞溶解^[2,3]. 虽然很多模型引入了内源过程的概念^{[4, 5, 6, 7]}，但是关于选择一个严谨的实验方法来展示内源过程的研究很少. 为改善当前模型以设计更好的运行方式，更好地理解内源呼吸过程是关键. 对内源呼吸过程的监测可以通过呼吸速率(OUR)随时间变化^[8,9]、 挥发性悬浮固体(VSS)和OUR的减少^[9]、 存储基质的消耗^[7]、 生物DNA的减少^[10]、 生物活性的降低^[3,11]来表征，但其组分和结构的变化方面的研究却鲜见报道.

荧光和紫外光谱技术因具有高灵敏度、 用量少、 测定迅速、 不消耗化学试剂、 仪器操作简单、 易于实现自动测定等优点^[12]，近年来广泛应用于表征海洋、 湖泊、 河流等自然水体中的溶解性有机物(DOM)^[13,14]，也逐渐应用于定性和定量分析给水和废水系统中的有机污染物^{[15, 16, 17, 18, 19, 20]}. 水中有机物光谱因污染物的种类和含量的不同而不同，具有与水样一一对应的特点，尤其是含有信息丰富的三维荧光光谱，称为“荧光指纹”^[21]. 本研究以污水厂曝气池中的泥水混合液为考察对象，采用荧光光谱、 紫外光谱结合呼吸仪图谱的方法考察了活性污泥内源呼吸过程中DOM随时间的变化，探讨光谱法表征内源呼吸的可行性，以期得到控制污水过程的新方法、 新思路. 1 材料与方法 1.1 实验材料与样品采集

实验水样采用西安市某污水处理厂曝气池中的泥水混合液. 实验装置采用有效容积为1.5L的有机玻璃密闭反应器，使用磁力搅拌器混合，内置溶解氧探头和充氧曝气头，通过循环水控制泥水温度为25℃±0.5℃，控制溶解氧为7mg ·L^-1±1mg ·L^-1. 在实验开始以及第1、 2、 3、 4、 5 d后测量呼吸速率，同时测量混合液挥发性悬浮固体浓度(MLVSS)，将水样在0.45 μm的微孔滤膜抽滤，所得滤液4℃下保存，用于DOM的荧光和紫外光谱测量,样品分别标记为a₀、 a₁、 a₂、 a₃、 a₄、 a₅. 1.2 样品分析 1.2.1 比呼吸速率测定

采用序批式呼吸计量法测定OUR^[22]，测量过程采用PLC控制. MLVSS的测定采用国家标准方法^[23]. OUR除以MLVSS即得到比呼吸速率(SOUR). 1.2.2 荧光光谱扫描 采用FP-6500型荧光分光光度计(日本分光公司)，激发波长和发射波长范围分别为220~400 nm、 280~550 nm，分别以5 nm、 2 nm步长递增,激发和发射狭缝宽度均为5 nm,扫描速度为2000 nm ·min^-1. 用超纯水做空白，三维荧光光谱(3DEEM)使用MATLAB R2010a做预处理(减去空白样并采用Delaunnay三角插值法去除瑞丽散射)，用Origin 8.5绘制处理后的3DEEM等高线图. 1.2.3 紫外光谱扫描 采用TU-1901型双光束紫外可见分光光度计(北京普析通用仪器有限责任公司)，以超纯水为空白，水样稀释10倍，波长范围为190~400 nm，间隔为1 nm，速度为中速. 2 结果与讨论 2.1 OUR和SOUR特征

污泥内源呼吸过程各水样OUR和SOUR变化如图 1所示. 在内源呼吸过程中，OUR和SOUR都下降，不同的阶段下降趋势不同. 第1 d，OUR和SOUR下降率分别是34.8%、 29.6%，因为进水中可生物降解基质以及微生物自身存储基质的存在^[8]，刚开始表现出较高的OUR和SOUR，并且随着这些基质的消耗，微生物活性显著下降，因而OUR和SOUR下降最明显. 将该阶段称之为“内源呼吸快速下降期”. 第2 d,OUR和SOUR下降率分别是20.6%、 12.1%. 该阶段部分微生物开始自溶^[8]，OUR和SOUR下降变缓，称之为“内源呼吸慢速下降期”. 第3~5 d，OUR每天分别降低了10.1%、 9.8%、 13.9%，SOUR每天分别降低了6.5%、 1.6%、 4.4%，该阶段趋于稳定，有时甚至会出现上升的状况^[8],OUR和SOUR较小，污泥活性较低，称之为“内源呼吸稳定期”.

图 1

Fig. 1

图 1 呼吸速率和比呼吸速率 Fig. 1 OUR and SOUR

水样DOM的3DEEM如图 2所示. 由图 2和表 1可见可以看出水样只有一个明显的峰，位于E_x/E_m=(345~360)nm/(424~434)nm，是腐殖酸峰(C). 第1 d峰C的E_x蓝移5 nm、 E_m蓝移6 nm. 峰C荧光强度增加了4.9%. 而荧光峰蓝移的产生原因主要是具有稠环芳烃结构分解，以及大分子破裂成更小的片段，如π电子系统的变化、 芳香环的数目减少、 链结构共轭键减少、 直链环系统变成非直链系统或羰基、 羟基和胺官能团消失^[13,24,25]. 在这个阶段，可生物降解基质以及微生物存储的基质逐渐被消耗导致峰C蓝移和强度增加. 第2~3 d峰C荧光强度依然有所增加，分别增加了4.6%、 8.6%. 而第4~5 d峰C荧光强度基本保持不变.

图 2

Fig. 2

图 2 不同时间点混合液DOM的三维荧光光谱 Fig. 2 DOM 3DEEM characteristics of mixture at different time points

表 1(Table 1)

表 1 三维荧光光谱荧光性质 Table 1 Characteristic values of 3DEEM spectra 样品 荧光峰 Ex/Em 荧光强度 a0 C 350 nm/434 nm 731 a1 C 345 nm/428 nm 767 a2 C 345 nm/424 nm 802 a3 C 345 nm/426 nm 871 a4 C 345 nm/424 nm 881 a5 C 345 nm/428 nm 870

表 1 三维荧光光谱荧光性质 Table 1 Characteristic values of 3DEEM spectra

2.3 荧光指数和腐殖化指数特征

荧光指数(f450/500)定义为在E_x=370 nm下E_m=450 nm荧光强度和E_m=500 nm荧光强度的比值，是由McKnight 等^[26]提出的，可用于区分有机物是陆源(地表径流和土壤渗出)还是生物源(细菌、 藻类产生的),其与腐殖质的芳香性具有负相关性^[27]. 水样荧光指数如图 3. McKnight 等^[26] 指出,陆源 f450/500较低，约为1.4,生物来源f450/500较高，约为 1.9. 本研究中f450/500值都在2.0以上，该结果和刘冰等^[17]得出的结果相同，说明DOM主要为生物源. 第1 d，荧光指数减小了9.3%，原有基质消耗并产生代谢物使得DOM的芳香性增强，而第2~3 d，荧光指数分别增加了0.5%、 4.4%，部分微生物自溶产生了芳香性较弱的物质. 第4~5 d，荧光指数又逐渐减小，分别减小了0.9%、 3.3%，随着前期自溶产生的物质逐渐被消耗，又代谢产生芳香性较强的物质.

图 3

Fig. 3

图 3 不同时间点混合液DOM的荧光指数 Fig. 3 DOM fluorescence index of mixture at different time points

腐殖化指数(HIX)定义为在E_x=254 nm下E_m=435~480 nm与E_m=300~345 nm荧光强度平均值的比值，其表征DOM的腐殖化程度^[28]. 当HIX小于4时，说明DOM腐殖化程度较弱，而高达10～16时，则说明DOM具有显著的腐殖质特征^[29]. 水样的腐殖化指数如图 4所示. 在实验开始时，HIX小于4，之后都大于4. 说明实验开始时水中DOM腐殖化程度较弱，随后增强. 第1 d,HIX增加了19.1%，表明该阶段腐殖化程度增强. 第2 d、 3 d,HIX分别降低了0.2%、 3.3%，表明该阶段的腐殖化程度有少许降低. 第4 d、 5 d,HIX分别增加了19.6%、 8.6%，表明该阶段的腐殖化程度增加.

图 4

Fig. 4

图 4 不同时间点混合液DOM腐殖化指数 Fig. 4 DOM humification index of mixture at different time points

各阶段DOM的紫外光谱如图 5，在200 nm附近出现了紫外光谱峰，是发生n δ^*和π π^*电子跃迁吸收引起的. 随着曝气时间的延长，DOM的吸光度增加.

图 5

Fig. 5

图 5 不同时间点混合液DOM 紫外光谱 Fig. 5 DOM ultraviolet spectra of mixture at different time points

DOM在波长253 nm与203 nm吸光度的比值(UV_253/203)可以反映出芳环的取代程度及取代基的种类：当芳环上的取代基以脂肪链为主时，UV_253/203的比值比较低； 而当芳环上的取代基中羰基、 羧基、 羟基、 酯类含量较高时，UV_253/203值比较高^[30]. 图 6可以看出，第1 d,UV_253／203增加了150%，表明该阶段DOM芳构化程度增强，而在第2 d,UV_253/203下降了20%，表明在该阶段芳构化程度减弱，这与荧光指数得出的结论一致. 第3~5 d，UV_253/203分别增加了37.5%、 18.2%、 146%，表明芳构化程度增强. UV₂₅₄随着曝气的进行呈现增加的趋势.

图 6

Fig. 6

图 6 不同时间点混合液紫外光谱吸光度 Fig. 6 UV spectroscopy absorbance of mixture at different time points

(1) 内源呼吸快速下降期(第1 d)：腐殖酸峰荧光强度增加了4.9%，峰位置E_x和E_m分别出现5 nm、 6 nm的蓝移，f450/500和HIX分别减小了9.3%、 0.2%，UV_253/203和UV₂₅₄分别增加了37.5%、 200%，表明混合液中可生物利用基质的存在.

(2) 内源呼吸慢速下降期(第2 d)：腐殖酸峰荧光强度增加了4.6%，f450/500增加了0.5%，HIX减小了0.2%，UV_253/203减小了20%，UV₂₅₄增加了16.7%，表明细胞可能出现了水解或自溶.

(3) 内源呼吸稳定期(第3~5 d)：第3 d，腐殖酸峰荧光强度和f450/500分别增加了8.6%、 4.4%，HIX下降了3.3%，第4~5 d，腐殖酸峰荧光强度基本保持不变，表明微生物适应了饥饿环境.

(4) 从代谢产物的荧光和紫外光谱的特性大致判断微生物所处状态，这为在线检测微生物系统提供了理论依据.