环境科学  2014, Vol.35 Issue (2): 597-604   PDF    
引用本文
周庆, 韩士群, 严少华, 宋伟, 刘国锋. 凤眼莲对铜绿微囊藻生长及藻毒素与营养盐释放的影响[J]. 环境科学, 2014, (2): 597-604.  
ZHOU Qing, HAN Shi-qun, YAN Shao-hua, SONG Wei, LIU Guo-feng. Impacts of Eichhornia crassipes (Mart.) Solms Stress on the Growth Characteristics, Microcystins and Nutrients Release of Microcystis aeruginosa[J]. Environmental Science, 2014, (2): 597-604.  
凤眼莲对铜绿微囊藻生长及藻毒素与营养盐释放的影响
周庆, 韩士群, 严少华 , 宋伟, 刘国锋    
江苏省农业科学院农业资源与环境研究所, 南京 210014
收稿日期: 2013-6-3; 修订日期: 2013-9-1.
基金项目： 国家水体污染控制与治理科技重大专项（2012ZX07103-002）；江苏省自然科学基金项目（BK20130730）；江苏省自主创新探索项目[CX（11）4061]
作者简介：周庆(1980~),女,博士研究生,副研究员,主要研究方向为水体藻类生态与水体富营养化治理,E-mail:qqzhouqing@hotmail.com
通讯联系人,E-mail:.shyan@jaas.ac.cn
摘要：针对目前我国凤眼莲治理富营养化水体技术的规模化应用现状，考虑到大面积控养的凤眼莲与暴发的水华蓝藻（尤其是产毒铜绿微囊藻）会在湖湾区短期内密集共存的情况，开展了凤眼莲对产毒铜绿微囊藻生长、生理特性、藻毒素生产与释放影响的研究，另外，也考察了短期共存下藻类营养盐释放与凤眼莲对藻毒素积累的情况. 半连续共培养实验结果表明，凤眼莲能够有效抑制铜绿微囊藻的生长，促进藻细胞的衰亡. 虽然凤眼莲未对铜绿微囊藻光合系统Ⅱ的电子传递产生影响，但减少了其光合系统中的藻蓝蛋白（PC）含量和藻蓝蛋白/别藻蓝蛋白（PC/APC）水平，10%和20%水体交换率处理的PC/APC水平第8 d时分别降至相应空白对照的54.93%±7.07%和55.81%±1.97%. 凤眼莲对铜绿微囊藻形成了一定的氧化伤害，最终促进其抗氧化系统中超氧化物歧化酶比活显著下降，丙二醛含量显著提高，10%和20%水体交换率处理的丙二醛含量第8d时分别升至相应空白对照的2.95倍±0.074倍和2.22倍±0.086倍. 凤眼莲通过促进蓝藻的衰亡和分解，加速了营养盐的释放. 12 d内，可溶性总氮浓度回升到初始水平，而水体可溶性总磷的释放速度比氮营养盐更快. 另一方面，凤眼莲并没有促进铜绿微囊藻毒素的生产，也没有使水体藻毒素含量显著提高. 相反，和自然衰减不同，短期内显著促进了水体藻毒素的降解，第12 d时10%和20%水体交换率处理的水体藻毒素分别下降至12.07 μg·L-1±0.63 μg·L-1和11.36 μg·L-1±0.04 μg·L-1. 而凤眼莲整株的藻毒素短期积累量（FW）仅为5.95 ng·g-1±0.76 ng·g-1. 增加水体交换率能够在一定程度上减缓凤眼莲对铜绿微囊藻的伤害，减缓营养盐的释放速度，但对水体藻毒素消减的影响不显著.
关键词： 凤眼莲     铜绿微囊藻     藻毒素生产     藻毒素释放     藻毒素积累    
Impacts of Eichhornia crassipes (Mart.) Solms Stress on the Growth Characteristics, Microcystins and Nutrients Release of Microcystis aeruginosa
ZHOU Qing, HAN Shi-qun, YAN Shao-hua , SONG Wei, LIU Guo-feng    
Institute of Agricultural Resources and Environmental Sciences, Jiangsu Academy of Agricultural Sciences, Nanjing 210014, China
Abstract: Due to the large-scale application of Eichhornia crassipes (Mart.) Solms on the bioremediation of eutrophic lake in China, the influence of growth, physiological characteristics, microcystins production and release of M. aeruginosa by E. crassipes was investigated. Meanwhile, the release risk of nutrients from M. aeruginosa and the accumulation risk of microcystins in E. crassipe were explored through semi-continuous co-existence experiments. Our results indicated that M. aeruginosa was promoted by E. crassipes to undergo the cell death. Under the stress of E. crassipes, direct damage of phycocyanin and phycocyanin/allophycocyanin ratio in M. aeruginosa occurred, while the photosystem Ⅱ-Hill reaction in M. aeruginosa was not interrupted. The PC/APC levels in the treatment of 10% and 20% water exchange rate were respectively decreased to 54.93%±7.07% and 55.81%±1.97% of the level in their relative controls after 8 days. Then, the final significant decrease of specific superoxide dismutase activity and the striking elevation of malondialdehyde content in M. aeruginosa could be the results of oxidative damage by E. crassipes. Algal malondialdehyde content in the treatment of 10% and 20% water exchange rate were respectively 2.95±0.074 and 2.22±0.086 times of the level in their relative controls on day 8. The release of nutrients from M. aeruginosa was accelerated because the decay and lysis of algal cells were promoted by E. crassipes. After 12-day co-existence experiments, the concentration of total dissolved nitrogen in water was brought back to the initial level and the release of total dissolved phosphorus was faster than nitrogen nutrients under the stress of E. crassipes. In addition, the microcystins production in M. aeruginosa was not stimulated and the extracellular microcystins were significantly eliminated by the influence of E. crassipes. The extracellular microcystins contents in the treatment of 10% and 20% water exchange rate were respectively decreased to 12.07 μg·L-1±0.63 μg·L-1 and 11.36 μg·L-1±0.04 μg·L-1 after 12 days.But the microcystins level in the whole plants of E. crassipes co-cultured with M. aeruginosa for 12 days was only about 5.95 ng·g-1±0.76 ng·g-1 FW. The increase of water exchange rate could reduce the damage of M. aeruginosa by E. crassipes,but had no significant effect on the microcystins elimination.
Key words: Eichhornia crassipes     Microcystis aeruginosa     microcystins production     microcystins release     microcystins accumulation    

近年来，富营养化水体的修复成为全世界一个具有挑战性的环境问题，而氮、 磷营养盐超标是我国水环境的主要危害[1]. 底泥疏浚[2]、 沉积物固化[3]、 水生植物种养[4]等许多措施已被用来控制氮、 磷污染物. 其中，水生植物种养技术因成本低而被广泛应用[5]. 凤眼莲早期被认为是世界上最有害的水草[6]，但是由于它出众的耐污和水质净化能力[7]，目前被较广地应用在富营养化水体生物修复工程中. 随着安全控制性种养技术[8]、 机械化打捞技术[9]和规模化处置、 资源化利用技术[10]的有效衔接，以凤眼莲为载体的富营养化水体生物修复工程在太湖、 滇池规模化应用. 2012年，太湖和滇池的凤眼莲种养面积分别达到16.7 km2和12 km2.

我国富营养化湖泊大多伴有蓝藻水华的危害. 自从2007年太湖水华事件后，蓝藻水华的危害引起了更多的关注. 铜绿微囊藻是我国富营养化水体中最常见的水华藻类[11]. 藻毒素(MCs)的释放成为藻类水华对水环境的极大危害. 虽然凤眼莲对富营养化水体修复的效果显著[12]，但由于富营养化水体的大容量和持续注入的污染负荷使得蓝藻水华还将在相当长一段时间内继续发生. 然而，凤眼莲的控养区域优先选在湖湾地区，而湖湾地区也是蓝藻水华受风向和水流影响下容易聚集的地方. 因此，在湖湾区大量的产毒蓝藻将不可避免地与规模化种养的凤眼莲密集共存.

虽然凤眼莲根系分泌物中的几种克藻化合物已经被分离出来，并且这些克藻化合物对不同藻的影响也有所研究[13, 14, 15] ，但是有关凤眼莲如何影响产毒铜绿微囊藻、 以及在凤眼莲影响下铜绿微囊藻内容物释放对环境影响的问题，目前尚无研究. 本研究分析了凤眼莲对铜绿微囊藻生理特性和MCs生产的影响，同时探讨了铜绿微囊藻受凤眼莲胁迫下营养盐和MCs释放的影响，并对凤眼莲积累MCs的短期风险进行了分析，以期对凤眼莲等漂浮植物规模化应用的生态风险提供一定评估依据.

1 材料与方法
1.1 实验材料

产毒铜绿微囊藻(Microcystis aeruginosa，FACHB-912)购于中国科学院武汉水生生物研究所淡水藻种库，采用1/10改良Hoaglands培养基(pH 7.0). 当铜绿微囊藻生长处于对数生长期(D650≈0.3100)时，再用于共培养实验. 1/10改良Hoaglands培养基经121℃灭菌20 min. 凤眼莲[Eichhornia crassipes (Mart.) Solms]取自江苏省农业科学院保种池. 经去除残体、 自来水冲洗、 去离子水充分冲洗后，选取大小基本一致的健康植株，在1/10改良Hoaglands培养基(pH 7.0)中预培养7 d，再用于共培养实验. 光照培养箱设定标准培养条件为温度28℃，相对湿度75%，光照强度40 μmol ·(m2 ·s)-1，光照周期12 h ∶12 h.

1.2 实验方法

半连续共培养实验于12 L平底敞口玻璃器皿中进行，在10 L对数生长期的铜绿微囊藻培养液中加入初始鲜重约为160 g的凤眼莲进行共培养，采用标准培养条件. 每天用新的对数生长期的铜绿微囊藻培养液更换一定体积的共培养液，设置10%、 20%两个水体交换梯度，以考察增加含藻水体的交换量对凤眼莲化感抑制铜绿微囊藻作用的缓解效果，以及对水体化学指标、 藻毒素指标的影响. 不加凤眼莲的处理作为对照，每个处理设置3个平行. 更换出的培养液为出水，新添加的对数生长期的铜绿微囊藻培养液为进水. 每天取样测定藻细胞密度，每两天取样测定水体化学指标、 藻细胞生理学指标、 以及藻细胞内和胞外MCs指标. 第0 d与第6 d取样，测定藻细胞的Hill反应活力. 第0 d和第12 d取样，测定凤眼莲中积累的MCs情况.

1.3 测定方法
1.3.1 水体化学指标

水体氨态氮(NH+4-N)浓度采用水杨酸-次氯酸盐测定法，硝态氮(NO-3-N)采用紫外光度法，亚硝态氮(NO-2-N)采用乙二胺比色法. 总可溶性氮(TDN)采用碱性过硫酸钾消解紫外分光光度法，总可溶性磷(TDP)采用钼锑抗分光光度法. 以上方法均参考标准方法[16].

1.3.2 藻类生理学指标

铜绿微囊藻细胞数量采用血球计数板法测定，计数前培养液经超声波打散处理(5 s)和鲁哥氏碘溶液染色处理，细胞总数误差率小于15%. 叶绿素a含量采用热乙醇法[17]，总蛋白浓度的测定采用Bradford法[18]，藻蓝蛋白(PC)和别藻蓝蛋白(APC)的测定依照文献[19]的方法， 2，3，5-氯化三苯基四唑(TTC)-脱氢酶活性依照文献[20]的方法测定，其中用氯仿代替石油醚作为提取剂. 超氧化物歧化酶(SOD)的活性测定采用 SOD检测试剂盒(南京建成生物工程研究所). 藻细胞丙二醛(MDA)的含量采用微量MDA检测试剂盒(南京建成生物工程研究所). Hill反应活力按照文献[21]的方法测定，以2， 6-二氯酚靛酚(DCPIP)为电子受体，增加了一个步骤，将与反应体系等体积的培养液离心获得的上清液，进一步冻干后加入反应体系中.

1.3.3 MCs的测定

采集的培养液经膜过滤 (Whatman GF/C, 0.45 μm孔径)，滤液即为胞外MCs样品. 将含有藻细胞的滤膜剪切成碎片后重悬于75%甲醇，进一步进行超声波水浴处理(1 h)，然后再进行离心、 过滤、 旋转蒸发仪蒸干(50℃)、 最后重悬于超纯水中，即为胞内MCs样品. 凤眼莲积累MCs量的测定中，植株的预处理和匀浆方法依照文献[22]，采用甲醇为提取剂，黑暗中浸提24 h，再超声波水浴处理(1 h)，离心、 过滤、 旋转蒸发仪蒸干(50℃)、 最后重悬于超纯水中. 将此重悬液进行C18固相萃取(Waters, Sep-Pak Vac 3cc)，甲醇洗脱液旋转蒸干后，重悬于超纯水，即获得凤眼莲植株积累的MCs样品. MCs采用酶联免疫(ELISA)试剂盒进行分析(Taiwan Algal Science Inc., 检测限为0.01 ng ·mL-1)，以MC-LR为标准品.

1.4 统计分析

采用SPSS 13.0软件包进行统计分析，线性回归分析用于分析各指标间的相关性，处理间差异分析采用ANOVA，P<0.05表示显著性差异，P<0.01表示极显著性差异.

2 结果与分析
2.1 凤眼莲对铜绿微囊藻生长的影响

如图 1所示，在短期半连续培养条件下，凤眼莲有效地抑制了铜绿微囊藻的生长. 在凤眼莲影响下， 20%水体交换率处理中铜绿微囊藻的死亡速度慢于10%交换率的处理，但到第10 d，两种处理的共培养液中藻细胞密度均降为0. 可见，在没有限制营养和光照的条件下，凤眼莲依然能够通过分泌某些化感物质有效地抑制铜绿微囊藻的生长，而增加水体交换率能够延缓凤眼莲对藻类的抑制速度.

图 1不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻生长的影响Fig.1Change in biomass of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate
2.2 凤眼莲对铜绿微囊藻光合系统的影响

叶绿素a (Chl-a)、 PC和APC是蓝藻光合作用过程中最重要的光捕获色素[23]. 在凤眼莲影响下，不同水体交换率处理中的水体叶绿素a含量迅速下降，与铜绿微囊藻的细胞密度呈极显著正相关关系(r2=0.9494，P<0.01)，然而藻细胞中的叶绿素a含量却相对稳定，直到第8 d才显著低于无凤眼莲影响的对照， 10%和20%水体交换率的处理分别降到相应空白对照的62.81%±10.10%和79.71%±6.87%(图 2).

图 2不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻叶绿素含量的影响Fig.2Change in Chl-a level of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate

如图3(a)所示，虽然由于第2 d进水中的藻PC含量较高，使得第2 d的处理和空白中的PC含量均值整体有所增加，但铜绿微囊藻中的PC含量受凤眼莲影响，从第2 d开始显著低于无凤眼莲影响的对照，并且不同水体交换率的处理之间差异不显著. 同时，铜绿微囊藻中的PC/APC水平受凤眼莲影响，从第4 d开始显著低于无凤眼莲影响的对照. 第8 d时， 10%和20%水体交换率处理的PC/APC水平分别降到相应空白对照的54.93%±7.07%和55.81%±1.97%. 但20%水体交换率处理中的藻PC/APC水平最终显著高于10%水体交换率的处理[图3(b)].

图 3不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻PC含量与PC/APC水平的影响Fig.3Changes in PC level and PC/APC ratio of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate

DCPIP-Hill反应活力主要用于测量光合系统Ⅱ(PS Ⅱ)中电子由水传递到DCPIP的能力. 如图4所示，虽然共培养第6 d时，铜绿微囊藻的生长受到严重抑制，但与空白相比，其DCPIP-Hill反应活力并未受到凤眼莲的显著影响(图4).

图 4不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻DCPIP-Hill反应活力的影响Fig.4Change in DCPIP-Hill reaction activity of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate
可见，凤眼莲可能主要通过损伤铜绿微囊藻的PC和PC/APC水平对铜绿微囊藻整个光合系统中的能量捕获与电子传递过程进行干扰，而增加水体交换率在一定程度上可以减轻这种伤害.

2.3 凤眼莲对铜绿微囊藻SOD与TTC-脱氢酶的影响

光合电子传递链中电子的渗漏促进活性氧自由基(ROS)的形成，而SOD是藻细胞活性氧清除系统中一类重要的保护酶[24]. 如图5(a)所示，在半连续培养条件下，空白对照中藻细胞SOD水平随着细胞生长周期的进程逐步有所下降. 凤眼莲影响下，铜绿微囊藻SOD活性呈现先升高后下降的趋势，这与芦苇(Phragmites communis)[25]、 水稻(Oryza sativa)[26]对铜绿微囊藻SOD活性的影响一致. 虽然第6~8 d时， 10%水体交换率处理中的铜绿微囊藻的SOD活性显著高于20%水体交换率，但从酶活抑制效率来看，第8 d时，凤眼莲影响下10%水体交换率和20%水体交换率处理中铜绿微囊藻的SOD活性分别为相应空白对照的86.43%±2.94%和82.99%±1.77%，两者差异不显著.

图 5不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻SOD和TTC-脱氢酶活性的影响Fig.5Change in SOD and TTC-dehydrogenase activities of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate

TTC-脱氢酶常被用来反映活的藻细胞体的活力[27]，也被用来评估次氯酸钙等杀藻剂的效果[20]. 然而在本实验条件下，凤眼莲影响下的铜绿微囊藻TTC-脱氢酶的比酶活与空白对照相比，差异并不显著[图5(b)]. 可见，铜绿微囊藻TTC-脱氢酶活性并不能很好地反映凤眼莲根系分泌物的抑藻效果.

2.4 凤眼莲对铜绿微囊藻MDA的影响

MDA是磷脂不饱和脂肪酸过氧化反应的产物，可以作为细胞膜受损的标志[28]. 如图6所示，铜绿微囊藻的MDA含量受到凤眼莲影响6 d后显著高于空白对照， 10%和20%水体交换率处理的丙二醛含量第8 d时分别升至相应空白对照的2.95倍±0.074倍和2.22倍±0.086倍，但20%水体交换率处理中的藻MDA含量最终显著低于10%水体交换率的处理. 可见，凤眼莲对铜绿微囊藻造成了氧化伤害，而水体交换率的增加在一定程度上可以减轻这种伤害.

图 6不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻MDA含量的影响Fig.6Change in MDA content of M. aeruginosa under the impact of E. crassipes at different water exchange rate
2.5 凤眼莲与铜绿微囊藻共培养条件下水体氮、 磷营养的吸收与释放的变化

如图7(a)所示，在本实验条件下， 2~4 d内凤眼莲与铜绿微囊藻共培养液中TDN的含量显著低于空白对照. 但随着藻细胞的加速衰亡，第12 d时共培养液中TDN的含量与初始TDN含量无显著差异，增加水体交换率对共培养液中TDN含量的回升有一定的延缓作用. 而空白对照中的TDN的含量随着藻细胞自然衰亡期的到来，在第12 d也开始出现了上升. 因此，凤眼莲可能主要通过促进蓝藻的衰亡和分解，加速了营养盐的释放.

随着蓝藻的死亡与分解，大量无机营养盐释放到水体中，其中，NH+4-N是主要释放的氮营养盐形式[29]. 如图7(b)所示，在凤眼莲影响下， 10%水体交换率处理的共培养液中NH+4-N浓度的上升速度明显快于20%水体交换率的处理，第6 d时10%水体交换率处理的共培养液中NH+4-N浓度就达到最高值(2.55±0.16) mg ·L-1，这可能主要是由于10%水体交换率处理中的藻细胞衰亡速度快于20%水体交换率的处理. 同时，本实验中NO-3-N也是一种主要释放的氮营养盐形式，其浓度的上升趋势与NH+4-N相同[图7(c)]. 而NO-2-N虽然在水体中浓度很小，但在凤眼莲影响的6 d后， 10%水体交换率处理的共培养液中NO-2-N浓度显著高于20%水体交换率的处理[图7(d)]， 10%水体交换率处理的共培养液中NO-2-N浓度是20%水体交换率处理的(1.31±0.057)~(1.91±0.067)倍. 因此，可能在凤眼莲干预下的蓝藻衰亡和分解过程中，低水体交换率有利于提高水体的硝化-反硝化反应的能力. 另一方面，在凤眼莲干预下的蓝藻衰亡和分解中，水体TDP的释放明显比氮营养盐更快[图7(e)].

图 7不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻营养盐释放的影响Fig.7Changes of the nutrients concentration in M. aeruginosa cultures under the impact of E. crassipes at different water exchange rate
2.6 凤眼莲对铜绿微囊藻MCs的生产和释放的影响

生产毒素是产毒蓝藻生长过程中基本的构成要素. 在半连续共培养实验中，无凤眼莲影响的空白对照，随着藻细胞衰亡的开始，释放到水体的MCs显著上升，第12 d时10%和20%水体交换率的处理分别达到(554.05±26.65) μg ·L-1和(470.14±3.73) μg ·L-1. 而在凤眼莲影响下，水体中的MCs含量并没有升高，第12 d时10%和20%水体交换率的处理分别下降到(12.07±0.63) μg ·L-1和(11.36±0.04) μg ·L-1[图8(a)]. 另一方面，凤眼莲影响下，铜绿微囊藻胞内的MCs水平与对照相比并没有显著的差异[图8(b)].

图 8不同水体交换率下凤眼莲对铜绿微囊藻胞外、 胞内MCs含量的影响Fig.8Changes of extracellular and intracellular MC-LR equivalents in M. aeruginosa cultures under the impact of E. crassipes at different water exchange rate
2.7 凤眼莲对MCs的积累情况

从凤眼莲全株含有的MCs水平来看，与产毒铜绿微囊藻半连续共培养12 d后，凤眼莲积累的MCs含量显著提高，但10%与20%水体交换率的处理间差异不显著，平均MCs的积累量(FW)为(5.95±0.76)ng ·g-1(图 9).

图 9不同水体交换率下凤眼莲对MCs积累Fig.9Changes of MCs content in E. crassipes at different water exchange rate
3 讨论

在没有限制营养和光照的条件下，凤眼莲通过分泌化感物质对藻类产生竞争抑制. 其中N-苯基-2-萘胺等3种凤眼莲化感物质获得分离，但是化感物质实际上是一类复杂的混合物[30]. 本研究采用的半连续共培养条件，正是体现了这种复杂化感混合物的综合效应.

有研究认为，植物化感作用最重要的机制之一就是化感物质与PS Ⅱ中的组成成分结合，抑制PS Ⅱ中的电子传递[31]. 本研究结果表明，与凤眼莲共培养条件下，铜绿微囊藻受到胁迫，藻细胞大量衰亡，但其PS Ⅱ中的电子传递并没有受到显著影响. 线性回归分析表明，凤眼莲影响下，铜绿微囊藻中的PC/APC水平与藻细胞密度呈显著正相关关系(r2=0.6430，P<0.05). 因此，凤眼莲可能主要通过损伤铜绿微囊藻的PC和PC/APC水平对铜绿微囊藻整个光合系统中的能量捕获与电子传递过程进行干扰.

凤眼莲的胁迫加速了铜绿微囊藻细胞的衰亡，从而加速了其胞内营养盐的释放. 本研究表明，共存水体短期内存在营养盐上升的情况. 可能由于凤眼莲对水体氮、 磷吸收的强度差异，水体TDP的释放明显比氮营养盐快. 后续还需进一步研究，扩大凤眼莲吸收作用与水体交换作用消减这一短期营养盐加速释放风险的可能性与贡献程度.

Robillot等[32]指出铜绿微囊藻对数生长期时，释放少部分MCs，并且维持在一个稳定的水平，而藻细胞内的MCs数量是胞外的6倍以上. 随着藻细胞的死亡，细胞内的MCs就会大量地释放到水体中[33]. 凤眼莲的胁迫加速了铜绿微囊藻细胞的衰亡，也必然导致胞内MCs的释放. 本研究结果表明，凤眼莲并没有促进胞外MCs浓度的上升，相反却加速了MCs的消减. 已报道的爪哇莫丝(Vesicularia dubyana) [34]、 加拿大披碱草(Elymus canadensis) [34]和浮萍(Lemna gibba) [35]积累MCs含量(FW)水平分别可达到110.0、 40.0 和2.24 μg ·g-1，而凤眼莲平均MCs含量(FW)仅为(5.95±0.76) ng ·g-1，这可能是与植株的差异和毒素接触时间的差异有关. 同时说明凤眼莲对MCs的积累不是铜绿微囊藻胞外MCs消减的主要原因.

自然水体中存在着大量的不同种类的藻毒素降解微生物[36]，而本实验中所用的凤眼莲并不是来源于无菌苗，且共培养实验在敞口的玻璃器皿中进行. 凤眼莲发达的根系能够为细菌提供生长依附的媒介，有效提高生物依附表面积与上覆水体积的比例. 高岩等[37]研究发现，凤眼莲能够显著提高水体硝化、 反硝化细菌的数量. 因此，笔者推测，凤眼莲可能通过提高MCs降解细菌的数量促进了水体中MCs的消减.

已有的研究发现，莱茵衣藻(Chlamydomonas reinhardtii) [38]能够促进水华鱼腥藻(Anabaena flos-aquae)类毒素的生产，芦苇(Phragmites communis Trin.) [39]和蚤状溞(Daphnia pulex) [40]能够促进铜绿微囊藻MCs的生产. 而凤眼莲并没有促进铜绿微囊藻MCs的生产.

4 结论

(1) 凤眼莲能够有效地抑制铜绿微囊藻的生长，促进藻细胞的衰亡. 凤眼莲可能主要通过损伤铜绿微囊藻的PC和PC/APC水平对铜绿微囊藻整个光合系统中的能量捕获与电子传递过程进行干扰. 同时，SOD酶活的最终下降与藻细胞MDA水平的提高进一步证明了凤眼莲对铜绿微囊藻也形成了氧化伤害. 增加水体交换率有利于减缓凤眼莲对铜绿微囊藻的伤害.

(2) 凤眼莲通过促进蓝藻的衰亡和分解，加速了营养盐的释放. 12 d内，TDN回升到初始水平，而水体TDP水平的释放速度明显比氮营养盐更快.

(3) 凤眼莲没有促进铜绿微囊藻中MCs的生产，同时可以有效地消减胞外释放的MCs. 且短期内，凤眼莲自身平均MCs含量(FW)的积累量仅为(5.95±0.76) ng ·g-1.

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